Устройство и правила работы в бактериологической лаборатории. Бактериологическая лаборатория: специальная мебель, одежда и посуда Какие отделы имеются в бактериологической лаборатории
Введение
Подобно общей части любой другой науки, общая бактериология рассматривает не конкретные вопросы (скажем, идентификацию отдельных видов бактерий), а проблемы в целом; ее методология охватывает основные процедуры, которые находят широкое применение в самых разнообразных лабораторных исследованиях. Данное учебно-методическое пособие не нацелено на идентификацию какой-либо группы микроорганизмов. Это задача следующих изданий – по частной и санитарной микробиологии. Однако методы, приведенные в нем, могут быть полезными в любой области, где приходится иметь дело с бактериями, и могут применяться для решения практических задач, включающих выделение и типизацию бактерий.
Бактериология стала наукой только после того, как были разработаны уникальные методы, благодаря которым она продолжает оказывать влияние и проникать в такие появившиеся позднее области науки, как вирусология, иммунология и молекулярная биология. Разработанная Р. Кохом техника использования чистых культур и впервые примененные Л. Пастером иммунологические реакции и химический анализ и сейчас не утратили своего значения.
Методология общей бактериологии отражена в данном издании с помощью такого построения, которое типично для стандартных учебных пособий по этой дисциплине. Однако, в отличие от лабораторных практикумов по курсу микробиологии для вузов, она по некоторым разделам изложена более детально и носит справочный характер. Данная структура учитывает особенность подготовки и специализации врачей-бактериологов и ветсанэкспертов. Часто материал излагается произвольно, поэтому некоторые методы упоминаются несколько раз, что обусловлено стремлением продемонстрировать их взаимосвязь.
Бактериологическая лаборатория
Бактериологические лаборатории как структурные единицы организуются в составе областных, районных, межрайонных ветеринарных лабораториях, а также в структуре зональных ветеринарных лабораторий. Они также организованы при центрах санитарно-эпидемиологического надзора, в инфекционных больницах, больницах общего типа, некоторых специализированных стационарах (например, в туберкулезных, ревматологических, кожно-венерологических), и в поликлиниках. Бактериологические лаборатории входят в состав специализированных научно-исследовательских учреждений. Бактериологические лаборатории постоянно используются для подтверждения или установления оценки пригодности мяса на пищевые цели по ВСЭ.
Объектами исследования в бактериологических лабораториях являются:
1. Выделения из организма: моча, кал, мокрота, гной, а также кровь, патологический и трупный материал.
2. Объекты внешней среды: вода, воздух, почва, смывы с предметов инвентаря, корма, технологическое сырьё получаемое от убоя сельскохозяйственных животных.
3. Продукты питания, образцы мяса и мясопродуктов, молока и молокопродуктов, которым необходимо дать оценку на пригодность для пищевых целей.
Помещение бактериологической лаборатории и оборудование рабочего места
Специфика микробиологических работ требует, чтобы помещение, отведенное под лабораторию, было изолировано от жилых комнат, пищевых блоков и других непрофильных производственных помещений.
В состав бактериологической лаборатории входят: лабораторные комнаты для бактериологических исследований и подсобные помещения; автоклавная или стерилизационная для обеззараживания отработанного материала и зараженной посуды; моечная, оборудованная для мытья посуды; бактериологическая кухня – для приготовления, разлива, стерилизации и хранения питательных сред; виварий для содержания подопытных животных; материальная для хранения запасных реактивов, посуды, аппаратуры и хозяйственного инвентаря.
Перечисленные подсобные помещения как самостоятельные структурные единицы входят в состав крупных бактериологических лабораторий. В небольших лабораториях бактериологическую кухню и стерилизационную объединяют в одной комнате; специальное помещение для содержания подопытных животных отсутствует.
Помещения микробиологических лабораторий по степени опасности для персонала разделяются на 2 зоны:
I. "Заразная" зона - помещение или группа помещений лаборатории, где осуществляются манипуляции с патогенными биологическими агентами и их хранение, персонал одет в соответствующий тип защитной одежды.
II. "Чистая" зона - помещения, где не проводят работу с биологическим материалом, персонал одет в личную одежду.
Под лабораторные комнаты, в которых производят все бактериологические исследования, отводят наиболее светлые, просторные помещения. Стены в этих комнатах на высоту 170 см от пола окрашивают в светлые тона масляной краской или покрывают кафелем. Пол застилают релином или линолеумом. Такого рода отделка позволяет пользоваться при уборке помещения дезинфицирующими растворами.
В каждой комнате должна быть раковина с водопроводной подводкой и полкой для бутыли с дезинфицирующим раствором.
В одной из комнат оборудуют застекленный бокс - изолированное помещение с тамбуром (предбоксником) для выполнения работ в асептических условиях. В боксе ставят стол для посевов, табурет, над рабочим местом монтируют бактерицидные лампы. В предбокснике помещают шкаф для хранения стерильного материала. Окна и двери помещений "заразной" зоны должны быть герметичными. Имеющаяся вытяжная вентиляция из "заразной" зоны должна быть изолирована от других вентиляционных систем и оборудована фильтрами тонкой очистки воздуха.
Лабораторное помещение оборудуется столами лабораторного типа, шкафами и полками для хранения необходимой при работе аппаратуры, посуды, красок и реактивов.
Очень большое значение для работы имеет правильная организация рабочего места врача-бактериолога и лаборанта. Лабораторные столы устанавливают около окон. При размещении их нужно стремиться к тому, чтобы свет падал спереди или сбоку от работающего, лучше с левой стороны, но ни в коем случае не сзади. Желательно, чтобы комнаты для проведения анализов, особенно для микроскопирования, имели ориентацию окон на север или северо-запад, так как для работы необходим ровный рассеянный свет. Освещенность поверхности столов для работы должна быть 500 лк. Для удобства дезинфекции поверхность лабораторных столов покрывают пластиком или обивают железом. За каждым сотрудником лаборатории закрепляют отдельное рабочее место размером 150´60 см.
Все рабочие места оборудуют предметами, необходимыми для повседневной бактериологической работы, перечень которых дан в таблице 1.
Таблица 1.
Необходимые предметы для бактериологической работы
Наименование предмета | Примерное количество |
1. Набор красок и реактивов для окраски | |
2. Стекла предметные | 25-50 |
3. Стекла покровные | 25-50 |
4. Стекла с лунками | 5-10 |
5. Штатив под пробирки | |
6. Петля бактериальная | |
7. Шпатели стеклянные | |
8. Шпатели металлические | |
9. Банка с ватой | |
10. Пипетки, градуированные на 1, 2, 5, 10 мл | По 25 каждого объема |
11. Пипетки пастеровские | 25-50 |
12. Пинцет, ножницы, скальпель | По 1 |
13. Емкости с дезинфицирующими растворами | |
14. Микроскоп с осветителем | |
15. Лупа 5 ´ | |
16. Масленка с иммерсионным маслом | |
17. Фильтровальная бумага | 3-5 листов |
18. Банка с дезинфицирующим раствором для пипеток | |
19. Спиртовая или газовая горелка | |
20. Установка для окраски препаратов | |
21. Песочные часы на 1 или 2 минуты | По 1 |
22. Груша с резиновой трубкой | |
23. Карандаш по стеклу | |
24. Банка со спиртовыми ватками | |
25. Необходимая стерильная посуда | - |
Дезинфекция
Дезинфекцией является уничтожение микроорганизмов в объектах внешней среды.
В микробиологических лабораториях дезинфекционные мероприятия используются очень широко. Оканчивая работу с заразным материалом, сотрудники бактериологических лабораторий производят профилактическую дезинфекцию рук и рабочего места.
Дезинфекции подвергают отработанный патологический материал (кал, моча, мокрота, различного вида жидкость, кровь) перед выбрасыванием его в канализацию.
Загрязненные патологическим материалом или культурой микробов градуированные и пастеровские пипетки, стеклянные шпатели и металлические инструменты тотчас после их употребления опускают в стеклянные банки с дезинфицирующим раствором, находящиеся на столе у каждого рабочего места.
Обязательной дезинфекции подлежат также использованные в работе предметные и покровные стекла, так как даже в фиксированном и окрашенном мазке иногда сохраняются жизнеспособные микроорганизмы, которые могут явиться источником внутрилабораторного заражения. Не обрабатывается дезинфицирующими средствами только та посуда, в которой выращивались микроорганизмы. Ее складывают в металлические бачки или биксы, пломбируют и сдают на автоклавирование.
Выбор дезинфицирующего вещества, концентрация его раствора, соотношение между количеством дезинфицирующего вещества и обеззараживаемого материала, а также продолжительность срока дезинфекции устанавливаются в зависимости от конкретных условий, учитывающих в первую очередь устойчивость обеззараживаемых микробов, степень предполагаемого загрязнения, состав и консистенцию материала, в котором они находятся.
Дезинфекция рук после работы с заразным материалом и при попадании его на кожу. По окончании работы с заразным материалом руки профилактически дезинфицируют. Ватный шарик или марлевую салфетку смачивают 1% раствором хлорамина, протирают сначала левую, затем правую кисть руки в такой последовательности: тыл кисти, ладонная поверхность, межпальцевые пространства, ногтевые ложа. Таким образом, сначала обрабатывают места наименее загрязненные, затем переходят к участкам кожи, загрязненным наиболее сильно. Протирают руки в течение 2 минут двумя тампонами последовательно. При загрязнении рук культурой патогенного микроба или патологическим материалом в первую очередь дезинфицируют загрязненные участки кожи. С этой целью их покрывают на 3-5 минут ватой, увлажненной 1% раствором хлорамина, затем вату сбрасывают в бачок или ведро с отработанным материалом, а руки обрабатывают вторым тампоном так же, как и при профилактической дезинфекции. После обработки хлорамином руки моют теплой водой с мылом. При работе с бактериями, образующими споры, обработка рук производится 1% активированным хлорамином. При попадании на руки заразного материала экспозицию дезинфицирующего вещества увеличивают до 5 минут.
Стерилизация
Стерилизация, в отличие от дезинфекции, предусматривает уничтожение в стерилизуемом объекте всех вегетативных и споровых, патогенных и непатогенных микроорганизмов. Стерилизацию производят различными способами: паром, сухим горячим воздухом, кипячением, фильтрацией и т. д. Выбор того или иного способа стерилизации определяется качеством и свойствами микрофлоры стерилизуемого объекта.
Подготовка и стерилизация лабораторного оборудования
Перед стерилизацией лабораторную посуду моют и сушат. Пробирки, флаконы, бутыли, матрацы и колбы закрывают ватно-марлевыми пробками. Поверх пробок на каждый сосуд (кроме пробирок) надевают бумажные колпачки.
Резиновые, корковые и стеклянные пробки стерилизуют в отдельном пакете, привязанном к горлышку посуды. Чашки Петри стерилизуют завернутыми в бумагу по 1-10 штук. Пастеровские пипетки по 3-15 шт. заворачивают в оберточную бумагу. В верхнюю часть каждой пипетки вкладывают кусочек ваты, предупреждающий попадание материала в окружающую среду. При завертывании пипеток нужно соблюдать большую осторожность, чтобы не обломать запаянные концы капилляров. Во время работы пипетки из пакета вынимают за верхний конец.
В верхнюю часть градуированных пипеток, как и в пастеровские пипетки, вставляют предохранительную вату и затем заворачивают в плотную бумагу, нарезанную предварительно полосками шириной 2-2,5 см и длиной 50-70 см. Полоску кладут на стол, левый конец ее загибают и завертывают им кончик пипетки, затем, вращая пипетку, навертывают на нее ленту бумаги. Для того чтобы бумага не разворачивалась, противоположный конец ее закручивают или приклеивают. На бумаге надписывают объем завернутой пипетки. При наличии пеналов градуированные пипетки стерилизуют в них.
Лабораторную посуду стерилизуют:
а) сухим жаром при температуре 180°С и 160°С соответственно 1 ч и 150 минут.
б) в автоклаве при давлении 1,5 атм. в течение 60 минут, для уничтожения споровой микрофлоры – 90 минут при 2 атм.
Стерилизация шприцев. Шприцы стерилизуют в разобранном виде: отдельно цилиндр и поршень в 2% растворе гидрокарбоната натрия 30 минут. При работе со спороносной микрофлорой стерилизацию производят в автоклаве при 132±2°С (2 атм.) в течение 20 мин, при 126±2°С (1,5 атм.) - 30 мин. Простерилизованный шприц собирают после того, как он остынет, в цилиндр вставляют поршень, надевают иглу, предварительно вынув из нее мандрен. Иглу, цилиндр и поршень берут пинцетом, который стерилизуют вместе со шприцем.
Стерилизация металлических инструментов. Металлические инструменты (ножницы, скальпели, пинцеты и пр.) стерилизуют в 2% растворе гидрокарбоната натрия, который предупреждает появление ржавчины и потерю остроты. Лезвия скальпелей и ножниц перед погружением в раствор рекомендуется обертывать ватой.
Стерилизация бактериальных петель. Бактериальные петли, сделанные из платиновой или нихромовой проволоки, стерилизуют в пламени спиртовой или газовой горелки. Такой способ стерилизации получил название прокаливания или фламбирования.
Петлю в горизонтальном положении вносят в нижнюю, наиболее холодную, часть пламени горелки, чтобы не произошло разбрызгивания сжигаемого патогенного материала. После того как он сгорит, петлю переводят в вертикальное положение, накаливают докрасна вначале нижнюю, затем верхнюю часть проволоки и прожигают петледержатель. Прокаливание в целом занимает 5-7 с.
Подготовка к стерилизации и стерилизация бумаги, марли и ваты. Вату, марлю, фильтровальную бумагу стерилизуют в сухожаровой печи при температуре 160°С в течение часа от момента показания термометром данной температуры или в автоклаве при давлении 1 атм. в течение 30 минут.
Перед стерилизацией бумагу и марлю нарезают кусочками, а вату сворачивают в виде шариков или тампонов нужной величины. После этого каждый вид материала в отдельности по одной или несколько штук заворачивают в плотную бумагу. При разрыве пакета стерилизованный материал следует стерилизовать повторно, так как стерильность его нарушается.
Стерилизация перчаток и других резиновых изделий. Изделия из резины (перчатки, трубки и т. д.), загрязненные вегетативной формой микробов, стерилизуют кипячением в 2% растворе гидрокарбоната натрия или текучим паром в течение 30 минут; при загрязнении спороносной микрофлорой-в автоклаве при давлении 1,5-2 атм. в течение 30 или 20 минут. Резиновые перчатки перед стерилизацией внутри и снаружи пересыпают тальком для предохранения их от склеивания. Между перчатками прокладывают марлю. Каждую пару перчаток завертывают отдельно в марлю и в таком виде помещают в биксы.
Стерилизация патогенных культур микробов. Пробирки и чашки, содержащие культуры микробов, не нужные для дальнейшей работы, складывают в металлический бак, пломбируют крышку и сдают на стерилизацию. Культуры патогенных микробов, вегетативные формы, убивают в автоклаве в течение 30 минут при давлении 1 атм. Сдача баков для стерилизации в автоклавную производится специально выделенным лицом под расписку. Режим стерилизации регистрируется в специальном журнале. При уничтожении культур микробов I и II групп патогенности, а также материала, зараженного или подозрительного на зараженность возбудителями, отнесенными к этим группам, баки с отработанным материалом переносят на металлических подносах с высокими бортами в присутствии сопровождающего лица, допущенного к работе с заразным материалом.
Виды стерилизации
Стерилизация кипячением. Стерилизацию кипячением производят в стерилизаторе. В стерилизатор наливают дистиллированную воду, так как водопроводная образует накипь. (Стеклянные предметы погружают в холодную, металлические предметы-в горячую воду с добавлением гидрокарбоната натрия). Стерилизуемые предметы кипятят на слабом огне 30-60 минут. Началом стерилизации считается момент закипания воды в стерилизаторе. По окончании кипячения инструменты берут стерильным пинцетом, который кипятят вместе с остальными предметами.
Стерилизация сухим жаром. Стерилизация сухим жаром производится в печи Пастера. Подготовленный к стерилизации материал кладут на полки так, чтобы он не соприкасался со стенками. Шкаф закрывают и после этого включают обогрев. Продолжительность стерилизации при температуре 150°С 2 ч, при 165°С – 1 ч, при 180°С – 40 мин, при 200°С – 10-15 мин (при 170°С бумага и вата желтеют, а при более высокой температуре обугливаются). Началом стерилизации считается тот момент, когда температура в печи достигнет нужной высоты. По окончании срока стерилизации печь выключают, но дверцы шкафа не открывают до полного охлаждения, так как холодный воздух, поступающий внутрь шкафа, может вызвать образование трещин на горячей посуде.
Стерилизация паром под давлением. Стерилизацию паром под давлением производят в автоклаве. Автоклав состоит из двух котлов, вставленных один в другой, кожуха и крышки. Наружный котел называют водопаровой камерой, внутренний - стерилизационной камерой. В водопаровом котле происходит образование пара. Во внутренний котел помещают стерилизуемый материал. В верхней части стерилизационного котла имеются небольшие отверстия, через которые проходит пар из водопаровой камеры. Крышка автоклава герметически привинчивается к кожуху. Кроме перечисленных основных частей, автоклав имеет ряд деталей, регулирующих его работу: манометр, водомерное стекло, предохранительный клапан, выпускной, воздушный и конденсационный краны. Манометр служит для определения давления, создающегося в стерилизационной камере. Нормальное атмосферное давление (760 мм рт. ст.) принимается за нуль, поэтому в неработающем автоклаве стрелка манометра стоит на нуле. Между показаниями манометра и температурой имеется определенная зависимость (табл. 2).
Таблица 2.
Соотношения показаний манометра и температуры кипения воды
Красная черта на шкале манометра определяет максимальное рабочее давление, которое допускается в автоклаве. Предохранительный клапан служит для предохранения от чрезмерного повышения давления. Его устанавливают на заданное давление, то есть, давление, при котором нужно производить стерилизацию, при переходе стрелки манометра за черту клапан автоклава автоматически открывается и выпускает лишний пар, замедляя тем самым дальнейший подъем давления.
На боковой стенке автоклава имеется водомерное стекло, показывающее уровень воды в водопаровом котле. На трубке водомерного стекла нанесены две горизонтальные черты - нижняя и верхняя, обозначающие соответственно допускаемый нижний и верхний уровень воды в водопаровой камере. Воздушный кран предназначен для удаления воздуха из стерилизационной и водопаровой камер в начале стерилизации, так как воздух, являясь плохим проводником тепла, нарушает режим стерилизации. На дне автоклава находится конденсационный кран для освобождения стерилизационной камеры от конденсата, образующегося в период нагревания стерилизуемого материала.
Правила работы с автоклавом. Перед началом работы осматривают автоклав и контрольно-измерительную аппаратуру. В автоклавах с автоматическим регулированием пара на электровакуумном манометре водопаровой камеры стрелки устанавливают в соответствии с режимом стерилизации: нижнюю стрелку ставят на 0,1 атм. ниже, верхнюю-на 0,1 атм. выше рабочего давления, водопаровую камеру заполняют водой до верхней отметки мерного стекла. В период заполнения водой вентиль на трубе, по которой пар поступает в камеру, держат открытым для свободного выхода воздуха из котла. Стерилизационную камеру автоклава загружают стерилизуемым материалом. После этого крышку (или дверцу) автоклава закрывают, плотно закрепляя центральным затвором или болтами; чтобы избежать перекоса, болты завинчивают крест-накрест (по диаметру). Затем включают источник подогрева (электрический ток, пар), закрывая вентиль на трубе, соединяющей источник пара со стерилизационной камерой. С началом парообразования и создания давления в водопаровой камере производят продувку (удаление воздуха из стерилизационного котла). Способ удаления воздуха определяется конструкцией автоклава. Вначале воздух выходит отдельными порциями, затем появляется ровная непрерывная струя пара, указывающая, что из стерилизационной камеры воздух полностью вытеснен. После удаления воздуха кран закрывают, и в стерилизационной камере начинается постепенное повышение давления.
Началом стерилизации считается тот момент, когда стрелка манометра показывает заданное давление. После этого интенсивность подогрева уменьшают, чтобы давление в автоклаве в течение нужного времени оставалось на одном уровне. По окончании времени стерилизации подогревание прекращают. Закрывают вентиль в трубопроводе, подающем пар в стерилизационную камеру, и открывают вентиль на конденсационной (нисходящей) трубе для снижения давления пара в камере. После падения стрелки манометра до нуля медленно ослабляют прижимные приспособления и открывают крышку автоклава.
Температура и продолжительность стерилизации определяются качеством стерилизуемого материала и свойствами тех микроорганизмов, которыми он заражен.
Контроль температуры в стерилизационной камере осуществляется периодически с помощью бактериологических тестов. Биотесты изготовляются бактериологическими лабораториями ЦСЭН. В случае непрохождения данных тестов производят проверку технического состояния автоклава.
Стерилизация текучим паром. Стерилизация текучим паром производится в текучепаровом аппарате Коха или в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Аппарат Коха представляет собой металлический полый цилиндр с двойным дном. Пространство между верхней и нижней пластинками дна заполняют на 2/3 водой (для спуска оставшейся после стерилизации воды есть кран). Крышка аппарата имеет в центре отверстие для термометра и несколько небольших отверстий для выхода пара. Стерилизуемый материал загружают в камеру аппарата неплотно, чтобы обеспечить возможность наибольшего контакта его с паром. Началом стерилизации считается время с момента закипания воды и поступления пара в стерилизационную камеру. В текучепаровом аппарате стерилизуют, главным образом, питательные среды, свойства которых изменяются при температуре выше 100°С. Стерилизацию текучим паром следует проводить повторно, так как однократное прогревание при температуре 100°С не обеспечивает полного обеззараживания. Такой метод получил название дробной стерилизации: обработку стерилизуемого материала текучим паром проводят по 30 минут ежедневно в течение 3 дней. В промежутках между стерилизациями материал выдерживают при комнатной температуре для прорастания спор в вегетативные формы, которые погибают при последующих прогреваниях.
Тиндализация. Тиндализация-дробная стерилизация с применением температуры ниже 100°С, предложенная Тиндалем. Прогревание стерилизуемoгo материала производят в водяной бане, снабженной терморегулятором, по часу при температуре 60-65°С в течение 5 дней или при 70- 80°C в течение 3 дней. В промежутках между прогреваниями обрабатываемый материал выдерживают при температуре 25°С для прорастания спор в вегетативные формы, которые погибают при последующих прогреваниях. Тиндализацией пользуются для обеспложивания питательных сред, содержащих белок.
Механическая стерилизация с помощью бактериальных ультрафильтров . Бактериальные фильтры применяют для освобождения жидкости от находящихся в ней бактерий, а также для отделения бактерий от вирусов, фагов и экзотоксинов. Вирусы бактериальными фильтрами не задерживаются, и поэтому ультрафильтрацию нельзя рассматривать как стерилизацию в принятом значении этого слова. Для изготовления ультрафильтров применяют мелкопористые материалы (каолин, асбест, нитроцеллюлоза и др.), способные задерживать бактерии.
Асбестовые фильтры (фильтры Зейтца) представляют собой асбестовые пластинки толщиной 3-5 мм и диаметром 35 и 140 мм для фильтрации малых и больших объемов жидкости. В нашей стране асбестовые фильтры, изготовляют двух марок: «Ф» (фильтрующие), задерживающие взвешенные частицы, но пропускающие бактерии, и «СФ» (стерилизующие), более плотные, задерживающие бактерии. Перед употреблением асбестовые фильтры монтируют в фильтровальные аппараты и вместе с ними стерилизуют в автоклаве. Асбестовые фильтры используются однократно. Мембранные ультрафильтры изготавливаются из нитроцеллюлозы и представляют собой диски белого цвета диаметром 35 мм и толщиной 0,1 мм.
Бактериальные фильтры различаются по величине пор и обозначаются порядковыми номерами (табл. 3).
Таблица 3.
Бактериальные фильтры
Непосредственно перед употреблением мембранные фильтры стерилизуют кипячением. Фильтры помещают в дистиллированную воду, подогретую до температуры 50- 60°С, чтобы предупредить их скручивание, кипятят на слабом огне в течение 30 минут, меняя 2-3 раза воду. Простерилизованные фильтры во избежание их повреждения вынимают из стерилизатора фламбированным и остуженным пинцетом с гладкими кончиками.
Для фильтрации жидкостей бактериальные фильтры монтируют в специальные фильтровальные приборы, в частности, в фильтр Зейтца.
Он состоит из 2-х частей: верхней, имеющей форму цилиндра или воронки, и нижней-опорной части аппарата, с так называемым фильтровальным столиком из металлической сетки или чистой керамической пластинки, на которую помещают мембранный или асбестовый фильтр. Опорная часть аппарата имеет форму воронки, суживающаяся часть которой находится в резиновой пробке горлышка колбы Бунзена. В рабочем состоянии верхнюю часть прибора фиксируют на нижней с помощью винтов. Перед началом фильтрации места соединения различных частей установки для создания герметичности заливают парафином. Отводную трубку колбы присоединяют толстостенной резиновой трубкой к водоструйному, масляному или велосипедному нacocy. После этого в цилиндр или воронку аппарата наливают фильтруемую жидкость и включают насос, создающий вакуум в приемном сосуде. В результате образующейся разности давлений фильтруемая жидкость проходит через поры фильтра в приемник. Микроорганизмы остаются на поверхности фильтра.
Приготовление мазков
Для изучения микроорганизмов в окрашенном виде на предметном стекле делают мазок, высушивают, фиксируют его и после этого окрашивают.
Исследуемый материал распределяют тонким слоем по поверхности хорошо обезжиренного предметного стекла.
Мазки готовят из культур микробов, патологического материала (мокрота, гной, моча, кровь и др.) и из органов трупов.
Техника приготовления мазков определяется характером исследуемого материала.
Приготовление мазков из микробных культур с жидкой питательной средой и из жидкого патологического материала (моча, ликвор и др.). Маленькую каплю исследуемой жидкости наносят бактериальной петлей на предметное стекло и круговыми движениями петли распределяют равномерным слоем в виде кружка диаметром в копеечную монету.
Приготовление мазков из крови. На предметное стекло, ближе к одному из его концов, наносят каплю крови. Второе - шлифованное - стекло, которое должно быть уже предметного, ставят на первое под углом 45° и подводят к капле крови до соприкосновения с ней. После того как кровь растечется по шлифованному краю, стеклом делают скользящее движение справа налево, равномерно распределяя кровь тонким слоем по всей поверхности стекла. Толщина мазка зависит от величины угла между стеклами: чем острее угол, тем тоньше мазок. Правильно приготовленный мазок имеет светло-розовую окраску и одинаковую толщину на всем протяжении.
Приготовление толстой капли. На середину предметного стекла пастеровской пипеткой наносят каплю крови или прикладывают стекло непосредственно к выступающей капле крови. Нанесенную на стекло кровь размазывают бактериальной петлей так, чтобы диаметр образующегося мазка соответствовал величине копеечной монеты. Стекло оставляют в горизонтальном положении до высыхания крови. Кровь в «толстой капле» распределяется неравномерно, образуя неровный край.
Приготовление мазка из вязкого материала (мокрота, гной). Мокроту или гной, нанесенные на предметное стекло ближе к узкому краю, накрывают другим предметным стеклом. Стекла слегка придавливают друг другу.
После этого свободные концы стекол захватывают 1 и 2 пальцами обеих рук и разводят в противоположные стороны так, чтобы при движении оба стекла плотно прилегали друг к другу. Получаются мазки с равномерно распределенным материалом, занимающим большую площадь.
Приготовление мазка из культур с плотных питательных сред. На середину чистого, хорошо обезжиренного предметного стекла наносят каплю воды, в нее вносят бактериальную петлю с небольшим количеством исследуемой микробной культуры, так, чтобы капля жидкости стала слегка мутноватой. После этого излишек микробного материала на петле сжигают в пламени и приступают к приготовлению мазка по вышеописанному способу.
Приготовление мазков из органов и тканей. Поверхность органа с целью обеззараживания прижигают накаленными браншами пинцета, делают по этому месту надрез и из глубины остроконечными ножницами вырезают небольшой кусочек ткани, который помещают между двумя предметными стеклами. Далее поступают так же, как при приготовлении мазка из гноя и мокроты. Если ткань органа плотная, то из глубины разреза делают скальпелем соскоб. Полученный при соскабливании материал распределяют тонким слоем по поверхности стекла скальпелем или бактериальной петлей.
Для изучения взаимного расположения элементов ткани и находящихся в ней микроорганизмов делают мазки-отпечатки. Для этого вырезанный из середины органа небольшой кусочек ткани захватывают пинцетом и прикладывают последовательно несколько раз поверхностью среза к предметному стеклу, получая, таким образом, ряд мазков-отпечатков.
Высушивание и фиксация мазков. Приготовленный на предметном стекле мазок высушивают на воздухе и после полного высыхания фиксируют. При фиксировании мазок закрепляется на поверхности предметного стекла, и поэтому при последующей окраске препарата микробные клетки не смываются. Кроме того, убитые микробные клетки окрашиваются лучше, чем живые.
Различают физический способ фиксации, в основу которого положено воздействие высокой температуры на микробную клетку, и химические способы, предусматривающие применение средств, вызывающих коагуляцию белков. Нельзя фиксировать над пламенем мазки, содержащие возбудителей I – II групп патогенности.
Физический способ фиксации. Предметное стекло с препаратом берут пинцетом или I и II пальцами правой руки за ребра мазком кверху и плавным движением проводят 2-3 раза над верхней частью пламени горелки. Весь процесс фиксации должен занимать не более 2 с. Надежность фиксации проверяют следующим простым приемом: свободную от мазка поверхность предметного стекла прикладывают к тыльной поверхности левой кисти. При правильном фиксировании мазка стекло должно быть горячим, но не вызывать ощущения ожога.
Химический способ фиксации. Для фиксации мазков применяют также химические вещества и соединения, приведенные в таблице 4.
Таблица 4.
Вещества для химической фиксации
Предметное стекло с высушенным мазком погружают в склянку с фиксирующим веществом и затем высушивают на воздухе.
Окраска мазков
Техника окраски мазков. Для окраски мазков пользуются растворами красок или красящей бумагой, что предложено А.И. Синевым. Простота приготовления, удобство применения, а также возможность хранения красящей бумаги в течение неограниченно долгого времени явились основанием для широкого их использования при различных способах окраски.
Окраска мазков красящей бумагой. На высушенный и фиксированный препарат наносят несколько капель воды, кладут окрашенные бумажки величиной 2´2 см. В течение всего времени окрашивания бумага должна оставаться влажной и плотно прилегать к поверхности стекла. При подсыхании бумагу дополнительно смачивают водой. Продолжительность окрашивания мазка определяется методом окраски. По окончании окраски бумагу осторожно снимают пинцетом, а мазок промывают водопроводной водой и подсушивают на воздухе или фильтровальной бумагой.
Окраска мазков растворами красителей. На высушенный и фиксированный препарат пипеткой наносят краситель в таком количестве, чтобы он покрывал весь мазок. При окраске мазков концентрированными растворами красителей (карболовый фуксин Циля, карболовый генциановый или кристаллический фиолетовый) окрашивание производят через фильтровальную бумагу, задерживающую частицы красителя: на фиксированный мазок кладут полоску фильтровальной бумаги и на нее наливают раствор красителя.
Для микроскопического исследования приготовленные мазки, высушенные и зафиксированные, подвергают окраске. Окраска бывает простая и сложная. Простая окраска заключается в нанесении на мазок какой-либо одной краски на определенный промежуток времени. Чаще всего для простой окраски применяют спирто-водный (1:10) фуксин Пфейффера, леффлеровскую метиленовую синьку и сафранин. Эозин, как кислая краска, употребляется только для окраски цитоплазмы клеток и подкраски фона. Кислый фуксин совершенно непригоден для окраски бактерий.
Отправить свою хорошую работу в базу знаний просто. Используйте форму, расположенную ниже
Студенты, аспиранты, молодые ученые, использующие базу знаний в своей учебе и работе, будут вам очень благодарны.
Размещено на http://www.allbest.ru/
ГБОУ СПО "Кисловодский медицинский колледж" Минздрава России
Доклад по теме:
" Устройство "
Подготовила:
студентка группы 1 СД - 314
Блохина Наталья
Проверила: Ульянова Н.М.
г. Кисловодск
Организация лаборатории
Микробиологические исследования осуществляются в специальных помещениях, называемых микробиологической лабораторией.
В состав микробиологической лаборатории входят несколько помещений:
Лабораторная комната для исследований;
Комната для приготовления питательных сред;
Комната для мойки посуды (моечная);
Комната для стерилизации посуды, питательных сред (стерилизационная);
Бокс - изолированная комната для проведения работ, требующих повышенной степени стерильности. Для этого перед работой воздух и другие предметы, находящиеся в нем, обеззараживаются.
Правила работы в микробиологической лаборатории особого режима
Перед входом в лабораторию все сотрудники снимают в гардеробной верхнюю одежду, а в следующей комнате с индивидуальными шкафами -- остальную одежду и белье, надевают пижаму, медицинский халат, косынку, носки. При работе в секционной навевают противочумный?костюм, второй секционный халат, шлем, ватно-марлевую маску, резиновые перчатки.
Оборудование микробиологической лаборатории
К оборудованию микробиологической лаборатории относятся: приборы оптические (микроскопы, лупы), приборы термические (термостаты, автоклавы, аппараты Коха, сушильные шкафы, холодильники, микробиологические (бактериологические иглы, петли, шпатели) и хирургические инструменты (скальпели, пинцеты, держатели, ножницы), а также пробирки, чашки Петри, покровные и предметные стекла, стеклянные трубочки, капельницы с красителями. В лаборатории необходимо наличие питательных сред (сухой питательный агар, среда Кесслер, среда Эндо), агар-агара, желатина, аналиновых красителей (фуксин, генцианвиолет, метиленовый синий, метиленовый голубой), различные кислоты, щелочи, сода.
Ме тоды микробиологических исследований
Для изучения микроорганизмов используется несколько специфических методов. Основными видами микробиологических исследований являются:
бактериоскопическое (микроскопическое) - изучение с помощью микроскопа формы и строения микроорганизмов;
бактериологическое - изучение культур микроорганизмов путем культивирования, т.е. выращивания на искусственных питательных средах;
экспериментальное - определение микроорганизмов и их ядов путем заражений ими подопытных животных (мышей, белых крыс, морских свинок). Чаще всего используется для идентификации возбудителя пищевых отравлений;
серологическое - определение микроорганизмов при помощи сыворотки крови, содержащей антитела. Этот метод широко используется в медицинской микробиологии.
Методом бактериологического исследования определяют культуральные признаки (размер, форму, структуру, цвет, блеск, профиль отдельной колонии) и биохимические особенности микроорганизмов (способность сбраживать вещество, входящее в состав различных питательных сред). При бактериоскопическом исследовании определяют морфологические особенности (размер, форму и т.д.) отдельных микроорганизмов и их способность окрашиваться различными красителями. Поскольку в природе существует много микробов-двойников, похожих по внешнему виду друг на друга, поэтому для определения вида микроорганизмов одной бактериоскопии обычно недостаточно, необходимо применение бактериологического метода исследования.
П равила работы в лаборатории микробиологии
Работа в микробиологических лабораториях должна осуществляться в условиях стерильности, что является основным правилом техники безопасности. Выполнение микробиологических работ в условиях стерильности должно обеспечить предупреждение как загрязнения внешней среды и работающего персонала микробами из исследуемого материала, так и самих выделяемых чистых культур посторонними микроорганизмами из окружающей среды.
При работе в микробиологической лаборатории следует соблюдать следующие правила:
находиться в помещении лаборатории и работать в ней обязательно в халате;
пользоваться постоянным рабочим местом;
следить за порядком на рабочем месте, не держать на нем никаких посторонних предметов;
пинцеты, шпатели, микробиологические петли и иглы, пипетки после работы с микроорганизмами прожигать в пламени спиртовки или погружать в сосуд с дезинфицирующим раствором (хлорамин, дизол, карболовая кислота);
все использованные материалы с микроорганизмами - отработанные препараты из живых культур, временные препараты и др. - вначале обезвредить стерилизацией или дезинфекцией и только после этого мыть;
по окончании занятий привести в порядок рабочее место, снять халаты, и после этого обязательно вымыть руки.
В лаборатории запрещается:
находиться в головных уборах и верхней одежде;
работать без халатов;
принимать пищу, пить воду, курить;
класть на столы посторонние предметы;
касаться немытыми руками лица;
избегать лишнего хождения, резких движений, сквозняков, способствующих загрязнению исследуемого материала посторонней микрофлорой.
У стройство микробиологической лаборатории
Микробиологи имеют дело с популяциями (культурами) микроорганизмов, состоящими из миллионов особей. Культуру, содержащую микроорганизмы одного вида, называют чистой. Если в культуре содержится более одного вида микроорганизмов, она носит название смешанной. В микробиологической практике используют главным образом чистые культуры микроорганизмов. Ввиду того что в воздухе и на поверхности предметов (на столах, инструментах, одежде), а также на руках, волосах и т.д. всегда имеется большое количество разнообразных микроорганизмов, следует постоянно заботиться о сохранении чистоты изучаемых культур. Требование чистоты культур в значительной степени определяет специфику устройства микробиологической лаборатории и правила работы микробиолога.
Микробиологическая лаборатория включает ряд помещений, где проводят работу с микроорганизмами или подготовку к ней. Под лабораторные комнаты отводят наиболее светлые, просторные помещения, естественная освещенность которых должно составлять не менее 110 лк. Поверхность столов и пол всех лабораторных помещений покрывают легко моющимся материалом -- пластиком или линолеумом, а стены на высоту 170 см от пола окрашивают в светлые тона. Основное рабочее помещение оборудовано столами лабораторного типа, шкафами и полками для хранения аппаратуры, посуды и реактивов. Столы имеют подводку электроэнергии и снабжены газовыми горелками.
Кроме основного рабочего помещения лаборатория имеет стерилизационную, где размещены автоклавы и сушильные шкафы, термостатированную комнату для выращивания микроорганизмов, помещение для хранения культур микроорганизмов, холодильную комнату, моечную и т.д. Пересевы микроорганизмов осуществляют в боксах разных конструкций -- от изолированных помещений до настольных камер (ламинаров), чистота атмосферы рабочего пространства в которых обеспечивается циркуляцией стерильного воздушного потока внутри камеры.
Работа в ламинарном боксе. Конструкция ламинарного бокса позволяет стерильно работать с микроорганизмами в нестерильном помещении. Ламинарные боксы бывают двух степеней защиты -- класса I и класса П. Ламинары класса I оборудованы притяжной вентиляцией нестерильного воздуха из помещения и выходом этого воздуха в то же помещение после фильтрации (защита от микробных аэрозолей) и в строгом смысле слова не пригодны для стерильной работы. Ламинары с защитой класса II (рис. 2.1) образуют внутри бокса поток стерильного воздуха, забор которого происходит из помещения, и который стерилизуется, проходя через бактериальные фильтры. Таким образом, внутренние поверхности бокса остаются стерильными. Конструкция позволяет также проводить стерильные посевы микроорганизмов в струе стерильного воздуха, прошедшего через бактериальные фильтры и распределенного внутри ла-минара в виде ламинароного потока (без завихрений). Работа в ламинаре, однако, предполагает использование асептической техники (работа у пламени горелки).
Перед началом работы ламинар должен быть вымыт с помощью растворов нейтральных детергентов и все доступные внутренние его поверхности должны быть простерилизованы химическими дезинфектантами (70%-й этанол). В течение работы ламинар необходимо мыть раз в месяц, снимая съемные детали поверхности и прочищая пространство под ними. После промывки панели прибора вновь стерилизуют этанолом.
Бактериальные фильтры ламинара необходимо подвергать процессу химической дезинфекции один раз в течение 1 - 2 месяцев в зависимости от интенсивности использования. Химическую дезинфекцию внутренней поверхности ламинара и в особенности его фильтров проводят парами формальдегида. С этой целью 50 мл 37%-го раствора формальдегида (формалин) наливают в фарфоровую чашку, ставят на подставку и нагревают чашку для медленного (30 мин) испарения формальдегида. Воздушный насос ламинара должен быть при этом включен для равномерного распределения паров дезинфектанта по внутреннему объему камеры, воздушная заслонка выхода воздуха закрыта, так же как и передняя крышка прибора. При стерилизации ламинара люди должны покинуть помещение. После полного испарения формалина нагреватель и воздушный насос выключают, ламинар оставляют на сутки для дезинфекции и затем проветривают его от остатков паров формальдегида. Для этого открывают переднюю крышку прибора, включают воздушный насос и открывают заслонку выхода воздуха. Прибор оставляют в рабочем состоянии на 15 -- 20 мин, и далее он готов к работе. При продувке прибора от паров формальдегида помещение необходимо хорошо проветрить, а люди на это время должны его покинуть.
Подготовка микробиологической лаборатории к работе
Микробиологическую лабораторию необходимо содержать в чистоте. В ней не должно находиться никаких лишних предметов. Следует регулярно проводить гигиеническую уборку лабораторных помещений. Обеспечить полную стерильность лаборатории очень трудно и это не всегда необходимо, но значительно снизить количество микроорганизмов в воздухе и на различных поверхностях в лабораторных помещениях возможно. Для этого применяют различные способы дезинфекции. Слово «дезинфекция» означает обеззараживание, т. е. уничтожение возбудителей инфекционных болезней на объектах внешней среды. Однако при дезинфекционной обработке погибают не только патогенные, но и сапротрофные бактерии. Иногда процесс дезинфекции оказывает стерилизующее действие.
Обработка помещений микробиологической лаборатории
Пол, стены и мебель в микробиологической лаборатории обрабатывают пылесосом и протирают раствором различных дезинфицирующих веществ. Обработка пылесосом обеспечивает освобождение предметов от пыли и удаление с них значительного количества микроорганизмов. Установлено, что при 4-кратном проведении щеткой пылесоса по поверхности предмета с него удаляется примерно 47 % микроорганизмов, а при 12-кратном -- до 97 %. В качестве дезинфицирующих растворов чаще всего пользуются 2 -- 3%-м раствором соды (бикарбоната натрия), 3 -- 5%-м водным раствором фенола (карболовой кислоты) или лизола (препарата фенола с добавлением зеленого мыла), 0,5 -- 3%-м водным раствором хлорамина и некоторыми другими дезинфектантами.
Воздух в лаборатории очищают проветриванием -- это наиболее простой способ. Продолжительная вентиляция помещения через форточку (не менее 30 -- 60 мин) резко снижает количество микроорганизмов в воздухе, особенно при значительной разнице в температуре между наружным воздухом и воздухом помещения. Более эффективный и наиболее часто применяемый способ дезинфекции воздуха -- ультрафиолетовое облучение лучами с длиной волны от 260 нм. Эти лучи обладают высокой антимикробной активностью и могут вызывать гибель не только вегетативных клеток, но и спор микроорганизмов.
Воздействие ультрафиолетовых лучей должно быть непосредственным и длительным. Это связано прежде всего с тем, что ультрафиолетовые лучи обладают слабой проникающей способностью. Например, они не проходят через обычное стекло, легко поглощаются частицами пыли. Кроме того, листы белой бумаги, пластины алюминия и хрома, а также предметы, изготовленные из них, могут заметно отражать ультрафиолетовые лучи. Поэтому в зависимости от степени загрязнения воздуха для его стерилизации требуется облучение от 30 мин до нескольких часов.
Вкачестве источника ультрафиолетового излучения используются бактерицидные лампы. Излучателем в них служит электрическая дуга, возникающая в парах ртути низкого давления. Более 80 % испускаемого ими спектра приходится на волну длиной 254 нм. Обычно бактерицидные лампы представляют собой трубки различного диаметра и длины, изготовленные из специального стекла, пропускающего излучение с длиной волны 254 нм. Каждая трубка вмонтирована в корпус-держатель и может быть снабжена отражателем. Необходимо иметь в виду, что ультрафиолетовые лучи могут вызывать тяжелые поражения глаз, поэтому при работе с бактерицидными лампами нужно строго следить за тем, чтобы ни прямые, ни отраженные ультрафиолетовые лучи не попадали в глаза. В небольших помещениях при включенной бактерицидной лампе находиться нельзя. Следует также учитывать, что при длительной непрерывной работе бактерицидной лампы интенсивность излучения снижается. В этих случаях облучение целесообразно вести с перерывами.
Рабочее место, где непосредственно работают с культурами микроорганизмов, требует особенно тщательной обработки. Рабочий стол следует дезинфицировать не только до начала работы, но и после ее окончания. Для протирания поверхности стола можно использовать растворы лизола и хлорамина, а также 70%-е (по объему) растворы изопропилового или этилового спиртов. Спирты весьма эффективны в отношении вегетативных форм микроорганизмов. Названные спирты можно также применять для дезинфекции рук. В тех случаях, когда поверхность стола имеет водоотталкивающее покрытие, особенно удобен лизол. Поверхность рабочего стола можно дезинфицировать и ультрафиолетовыми лучами. При этом следует учитывать, что бактерицидное действие лучей тем выше, чем ближе облучаемая поверхность к источнику излучения.
В лаборатории не разрешается курить, хранить и употреблять еду, напитки, жевательную резинку. Работать следует в халатах .
Ведение лабораторных записей
Журнал лабораторных работ является документом, позволяющим контролировать правильность полученных результатов. В нем должны быть записаны сведения, имеющие отношение к выполнению данной работы. Запись необходимо вести четко, аккуратно и в определенном порядке, например:
Название опыта и его цель, дата постановки и окончания.
Объект исследования.
Условия проведения опыта.
Основной принцип используемого метода анализа.
Полученные результаты.
Цифровой материал приводят в таблицах. Если необходимо, делают графики, диаграммы, рисунки. Каждая лабораторная работа должна заканчиваться собственными наблюдениями и выводами, записанными в журнале. Журнал является собственностью лаборатории, в которой проводилась работа, и всегда хранится в лаборатории.
Правила работы с культурами микроорганизмов
В лаборатории микроорганизмы выращивают на плотных и жидких питательных средах, которые разливают в пробирки, колбы, матрасы и чашки Петри (рис. 2.2). Посуду и питательные среды предварительно стерилизуют.
Внесение микроорганизмов в стерильную среду называется посевом, или инокуляцией. Посев микроорганизмов требует соблюдения определенных правил, которые необходимо выполнять, чтобы предохранить исследуемую культуру от загрязнения посторонними микроорганизмами. Перед посевом следует тщательно надписать на пробирке (колбе или чашке Петри) название микроорганизма и дату посева.
Клетки микроорганизмов для посева или приготовления препаратов берут бактериологической петлей или иглой (рис. 2.3), если микроорганизмы выращены на плотной среде. В том случае, когда микроорганизмы выращены в жидкой питательной среде, лучше пользоваться не петлей, а стерильной пипеткой. Бактериологические петли и иглы делают, используя тонкую проволоку из вольфрама или нихрома, которую закрепляют в металлическом или стеклянном держателе. Диаметр бактериологической петли -- 4 -- 5 мм.
Бактериологическую петлю (иглу) перед взятием клеток микроорганизмов стерилизуют. Для этого проволоку накаливают докрасна в пламени горелки и одновременно обжигают примыкающую к петле часть держателя, которую будут вводить внутрь сосуда, содержащего микроорганизмы. Петлю рекомендуется держать в пламени горелки почти вертикально, чтобы проволока была равномерно раскалена на всем протяжении. При прокаливании необходимо помнить, что наивысшая температура развивается в верхней и периферической частях пламени (рис. 2.4), поэтому не следует опускать петлю непосредственно к горелке. Сразу же после стерилизации петлю (иглу) вводят в сосуд с микроорганизмами. Чтобы не повредить клетки микроорганизмов, петлю (иглу) вначале охлаждают, прикасаясь ею к внутренней поверхности сосуда или к питательной среде, свободной от клеток микроорганизмов, и только после этого захватывают небольшое количество микробной массы.
Приготовление препаратов
микробиологический лаборатория обработка препарат
Препараты готовят, как правило, на предметных стеклах, толщина которых не должна превышать 1,2--1,4 мм. Более толстые стекла не позволяют получить резкое изображение краев диафрагмы осветителя в плоскости препарата, так как оно оказывается в толще стекла, а это нарушает фокусировку конденсора и резко снижает четкость изображения. Толстые предметные стекла недопустимы при работе с иммерсионным объективом, когда необходимо полностью использовать числовую апертуру системы.
Существенным моментом является подготовка поверхности предметных стекол, что особенно важно при изготовлении фиксированных препаратов. Поверхность стекла должна быть тщательно очищена и обезжирена, чтобы капля жидкости равномерно расплывалась по стеклу, а не собиралась в выпуклые, медленно высыхающие капельки. Наиболее надежный способ обезжиривания -обработка стекол хромовой смесью с последующим споласкиванием водой и спиртом.
В повседневной работе, однако, вполне достаточно бывает тщательно натереть сухое стекло мылом, после чего вытереть его чистой хлопчатобумажной салфеткой. Хорошее обезжиривание достигается протиранием вымытых и высушенных стекол ватой, смоченной эфиром (после этого промывание водой не требуется), или обжиганием поверхности стекол в пламени горелки (жир при этом сгорает). Запрещается кипячение стекол в растворах щелочей, в том числе моющих средствах, а также длительное выдерживание стекол в таких растворах, так как щелочи разъедают стекло, делая его поверхность матовой. Хранить чистые обезжиренные стекла можно в сухом состоянии или в этаноле.
Размещено на Allbest.ru
...Подобные документы
Главные задачи микробиологических исследований клинической лабораторной диагностики. Оснащение бактериологической лаборатории, высокопроизводительная автоматизированная техника идентификации микроорганизмов, стандартизация микробиологической диагностики.
реферат , добавлен 09.10.2010
Этапы работы микробиологической лаборатории и затраты времени на каждый из них. Нормативная документация. Общие требования к сбору и доставке проб биологического материала для микробиологического исследования. Интерпретация результатов анализов.
презентация , добавлен 26.04.2016
Характериcтика деятельноcти клинико-диагноcтичеcкой лаборатории в cовременных уcловиях, оценка деятельноcти перcонала и технологии повышения ее эффективноcти. Описание работы cecтринcкого перcонала в лаборатории, разработка рекомендаций по оптимизации.
курсовая работа , добавлен 28.06.2016
Микробиология как наука, история ее развития. Характеристика задач медицинской микробиологии. Классификация микроорганизмов по степени их биологической опасности. Организация микробиологической лабораторной службы, правила поведения и работы в ней.
презентация , добавлен 30.11.2015
Российские нормативные документы, регламентирующие производство лекарственных средств. Структура, функции и основные задачи испытательной лаборатории по контролю качества лекарственных средств. Законодательные акты РФ об обеспечении единства измерений.
методичка , добавлен 14.05.2013
Ознакомление с материалами, применяемыми для изготовления современных зубных протезов. Изучение схемы автоматизированной организации работы, позволяющей изготовить протезы по технологии CAD\CAM. Преимущества автоматизации зуботехнической лаборатории.
презентация , добавлен 11.10.2015
Основной элемент зуботехнической лаборатории – рабочий стол зубного техника. Конструкция данного стола, его оборудование и освещение. Параметры применяемой в кабинете аппаратуры. Важнейшие критерии, от которых зависит работоспособность литейной машины.
презентация , добавлен 14.03.2016
Пути передачи сифилиса - венерического инфекционного заболевания с поражением кожи, слизистых оболочек, внутренних органов, костей, нервной системы с последовательной сменой стадий болезни. Уязвимости зуботехнической лаборатории перед инфекцией.
презентация , добавлен 27.04.2016
Подготовка инструментов и материала к операции. Санитарно-гигиенический режим в палатах больных с анаэробной инфекцией. Микробиологический контроль за состоянием санитарно-противоэпидемического режима. Бельевой режим в отделении и лаборатории.
методичка , добавлен 30.04.2009
Правила по технике безопасности при работе в физиологической лаборатории. Этапы приготовления нервно-мышечного препарата. Строение и физиологические функции биологических мембран возбудимых тканей. Первый и второй опыты Гальвани. Порог раздражения мышцы.
ТЕМА ЗАНЯТИЯ : Бактериологическая лаборатория и правила работы в ней. Классификация микроорганизмов. Морфология бактерий. Методы определения вида микробов. Бактериоскопический метод. Техника микроскопирования с иммерсионной системой.
УЧЕБНАЯ ЦЕЛЬ ЗАНЯТИЯ : Ознакомиться с устройством бактериологической лаборатории и правилами работы в ней. Ознакомиться с принципами классификации микроорганизмов. Изучить морфологические признаки бактерий и методы определения вида микробов. Освоить бактериоскопический метод исследования и технику микроскопирования с иммерсионной системой.
ЗАДАЧИ ЗАНЯТИЯ :
1. Ознакомиться с устройством бактериологической лаборатории и правилами работы в ней.
2. Познакомиться с принципами классификации микроорганизмов.
3. Изучить морфологические признаки бактерий и методы определения вида микробов.
4. Освоить технику микроскопирования с иммерсионной системой.
Устройство бактериологической лаборатории
Бактериологическая лаборатория предназначена для исследования материалов, содержащих возбудителей бактериальных инфекций, для определения санитарно-микробиологических показателей, контроля состояния и напряженности специфического иммунитета и других микробиологических исследований. Бактериологическая лаборатория должна размещаться в изолированных от других лабораторий помещениях с необходимым оборудованием и мебелью. Лаборатория должна иметь отдельный вход, гардероб и душевую. В состав бактериологической лаборатории должны входить следующие помещения:
Комната приема и регистрации материалов;
Боксированные помещения для микробиологических исследований;
Автоклавная;
Моечная;
Виварий.
Комнаты для микробиологических исследований оборудуют термостатами, холодильниками, центрифугами, весами, водяными банями, электромагнитными мешалками. На столах размещают необходимую аппаратуру. Работу с инфицированным материалом проводят в боксе с предбоксником . У входа в бокс должен быть коврик, пропитанный дезраствором. В боксе разбирают поступившие пробы, готовят и фиксируют мазки-отпечатки, проводят посевы микроорганизмов на питательные среды. Поэтому в боксе располагают столы, на которых размещают необходимые для работы инструменты: емкости с дезрастворами для использованной посуды, штативы для пробирок, пробирки и чашки Петри с питательными средами, стерильные пипетки, ступки и т. д. В предбокснике в биксах необходимо иметь стерильные халаты, шапочки, маски, а также в предбокснике должна быть сменная обувь. В предбокснике можно размещать термостаты, холодильники, центрифуги и другое оборудование. В боксах и предбоксниках ежедневно проводят влажную уборку, дезинфекционную обработку и облучение с помощью бактерицидных ламп в течение 30-40 минут перед началом работы и после работы.
В автоклавной необходимо иметь два автоклава: один автоклав для чистых материалов (для стерилизации посуды, питательных сред, инструментов); другой автоклав для инфицированных материалов (для обезвреживания инфицированных инструментов и материалов).
Моечная предназначена для мытья посуды. Посуду, пипетки и инструменты, загрязненные инфицированным материалом, моют только после стерилизации. В ней размещают сушильные шкафы.
Виварием называется помещение, используемое для содержания лабораторных животных. В виварии необходимо иметь карантинное отделение, комнаты для экспериментальных и здоровых животных, помещения для мытья и дезинфекции клеток, инвентаря и спецодежды, кухню для приготовления корма, кладовую, фуражную, трупосжигательную печь. Все помещения вивария должны быть изолированы друг от друга.
Регламентация условий работы с возбудителями инфекционных заболеваний произведена в соответствии со степенью опасности микроорганизмов для человека. По этому признаку выделено четыре группы патогенных биологических агентов (ПБА):
Группа I: возбудители особо опасных инфекций (чума, натуральная оспа и др.)
Группа II: возбудители высококонтагиозных бактериальных, грибковых и вирусных инфекций (сибирская язва, холера, бешенство и др.)
Группа III: возбудители бактериальных, грибковых, вирусных и протозойных инфекций, выделенных в самостоятельные нозологические формы (коклюш, столбняк, туберкулез и др.)
Группа IV: возбудители бактериальных, грибковых, вирусных септицемий, менингитов, пневмоний, энтеритов, токсикоинфекций, острых отравлений (синегнойная инфекция и др.).
Большая часть микробиологических лабораторий работает с ПБА III и IV групп, а изучением возбудителей особо опасных инфекций (I и II группы) занимаются только специализированные лаборатории.
Базовые лаборатории, работающие с ПБА III и IV групп, должны соответствовать ряду требований (отдельное здание или отдельный вход, наличие систем водо-, электроснабжения, отопление, вентиляция и др.) и иметь необходимый набор помещений в соответствии с производственной мощностью и номенклатурой выполняемых исследований. Каждая лаборатория должна иметь «чистую» и «грязную» зоны.
«Грязная» зона включает помещения для приема и регистрации материала, боксы и комнаты для проведения микробиологических исследований, термостатная, автоклавная для обеззараживания материала. Окна и двери всех помещений должны герметично закрываться. Помещения для работы с живыми микроорганизмами должны быть оборудованы бактерицидными лампами, или иметь боксы биологической безопасности. Приточно-вытяжная вентиляция «грязной» зоны должна быть оборудована фильтрами тонкой очистки выбрасываемого воздуха. Обязательна маркировка столов, автоклавов, емкостей с дезинфицирующими растворами, стеллажей для чистого и инфицированного материала. Лаборатория должна быть оснащена специальной мебелью, иметь гладкие поверхности пола и стен, устойчивые к действию моющих и дезинфицирующих средств.
«Чистая» зона включает помещения для предварительных работ (моечная, препараторская, комната для приготовления и розлива питательных сред и др.), комнату для работы с документацией, помещения с холодильниками для хранения питательных сред и диагностических препаратов, гардероб для верхней одежды, комнату отдыха. В «чистой» зоне возможна работа с неживыми ПБА (серологические, молекулярно-генетические, биохимические исследования).
Обеспечение безопасности работы с патогенными микроорганизмами включает два основных фактора: технический и человеческий. Технический фактор - это наличие необходимых для работы помещений «чистой» и «грязной» зоны, оборудования, защитных систем и т.д. Человеческий фактор - это правильность действий человека по обеспечению безопасности, уровень владения профессиональной техникой, знание возможных источников и механизмов заражения, соответствующая подготовка и тренировка.
Работа в учебной бактериологической лаборатории также сопряжена с двумя опасными факторами - микроорганизмами, являющимися возбудителями инфекционных заболеваний и открытым огнем, что требует соблюдение мер противоэпидемической и противопожарной безопасности. Студенты обязаны ознакомиться с правилами техники безопасности и строго их соблюдать:
Необходимо:
· работать в медицинских халатах с длинным рукавом, медицинских шапочках и бахилах;
· личные вещи хранить в специально отведённом месте, верхнюю одежду оставлять в гардеробе;
· каждый вид деятельности осуществляется в определенной зоне: работа с микроорганизмами - на специально оборудованном лабораторном столе, заполнение протоколов - на рабочем столе;
· при попадании инфицированного материала на стол, пол и другие предметы немедленно сообщить преподавателю и произвести дезинфекцию;
· инфицированные материалы должны быть помещены в прочные непромокаемые контейнеры или контейнеры с дезинфицирующим раствором, которые закрывают перед удалением из лаборатории.
· во время проведения работы двери лаборатории должны держаться закрытыми.
· по окончании работы руки тщательно вымыть, а при необходимости обработать дезинфицирующим раствором.
· принимать пищу в лаборатории
· набирать жидкость в пипетку ртом
· зажигать одну спиртовку от другой
· переносить горящую спиртовку
· оставлять спиртовку горящей после окончания использования по назначению
· оставлять на рабочем месте нефиксированные препараты, чашки Петри с посевами и другую посуду с инфекционным материалом
· касаться руками исследуемого материала в засеянных чашках Петри
Страница 5 из 91
Для проведения микробиологических исследований при больницах и поликлиниках или самостоятельно от них существуют бактериологические лаборатории. В них поступает для исследования различный материал, полученный от больных людей (мокрота, моча, гной, кал, кровь, спинномозговая жидкость и пр.). Кроме того, существуют еще санитарно-бактериологические лаборатории, в которых бактериологическому контролю подвергается вода, воздух и пищевые продукты.
Велика роль бактериологических лабораторий и в профилактике инфекционных заболеваний. Некоторые лица после перенесенного инфекционного заболевания (брюшной тиф, дизентерия, дифтерия и др.) продолжают выделять в окружающую среду болезнетворных (патогенных) микробов. Это так называемые бактерионосители. Среди здоровых людей также встречаются бактерионосители. Выявляя таких бактерионосителей, бактериологические лаборатории помогают органам здравоохранения в проведении ряда профилактических мероприятий.
Загрязненные патогенными микроорганизмами вода и пищевые продукты могут быть причиной возникновения эпидемий (массовых заболеваний) брюшного тифа, холеры и др., поэтому так велико значение повседневного санитарно-бактериологического контроля за доброкачественностью питьевой воды, молока и других продуктов.
Бактериологическая лаборатория должна иметь в своем распоряжении не менее трех комнат: 1) небольшую комнату - регистратуру для приема и выдачи анализов; 2) средоварочную и моечную - для приготовления питательных сред и мойки посуды; 3) лабораторию для производства бактериологических исследований. Желательно иметь и помещение для содержания подопытных животных (виварий). В каждой комнате должна стоять соответствующая мебель (кухонные и лабораторные столы, различные шкафы, табуреты и т. д.).
Ниже приводится перечень главнейших предметов, необходимых при выполнении повседневной лабораторной работы. Цель их применения, способ обращения с ними, а также принцип устройства описываются в соответствующих разделах курса.
Приборы оптические. Биологический микроскоп с иммерсионной системой, лупы, агглютиноскоп.
Приборы для стерилизации и нагревания. Автоклав, текучепаровой аппарат, сушильный шкаф, фильтры Зейтца, термостаты, стерилизаторы для инструментов.
Аппаратура для варки сред. Воронка для горячего фильтрования, воронка для разливки сред, водяная баня, кастрюли разных размеров, весы тарированные с разновесами, мясорубка, штативы металлические и деревянные для фильтрования.
Инструменты. Скальпели различной формы и ве: личины, ножницы прямые, изогнутые, тупоконечные, кишечные, пинцеты анатомические, хирургические, шприцы.
Стеклянные предметы. Стекла предметные, стекла предметные с лункой, стекла покровные, пробирки бактериологические, пробирки короткие для серологических реакций (агглютинационные), центрифужки, чашки Гейдепрейха*, стеклянные трубки и палочки, пипетки градуированные на 1, 2, 5, 10 мл, пипетки пастеровские, стеклянные флаконы для красок с пипетками, стеклянные стаканы и колбы разных размеров, цилиндры разных размеров, воронки для фильтрования и др.
*До настоящего времени среди большинства микробиологов и в учебниках чашки для получения изолированных колоний микробов именуются чашками Петри, а не чашками Гейденрейха, что не соответствует истинному положению вещей. Впервые в лабораторную практику чашки были введены русским микробиологом Гейден- рейхом.
Разные предметы. Бактерийная петля, платиновая проволока, резиновые трубки, весы ручные роговые с разновесами, штативы (деревянные, металлические) для пробирок, термометры, клетки для животных, аппараты для фиксации животных, центрифуга.
Химикалии, краски, материалы для сред и пр. Агар-агар, желатина, белая в листах, иммерсионное масло, фильтровальная бумага, вата гигроскопическая и простая, марля, этиловый спирт, анилиновые краски (фуксин, генциан и кристалвиолет, везувин, метиленовый синий, нейтральрот, сафранин и др.), краска Гимзы, кислоты (азотная, соляная, серная, карболовая, фосфорная, пикриновая, щавелевая и др.), щелочи (едкое кали, едкий натр, аммиак, сода), соли (азотнокислый калий, марганцовокислый калий, сернистокислый натрий, хлорид натрия и др.).
Лабораторный стол
Для проведения микробиологического исследования лаборанту необходимо иметь соответствующим образом оборудованное рабочее место. Лабораторный стол должен иметь определенную высоту, чтобы, сидя за ним, легко было микроскопировать (рис. 9). По возможности стол должен быть покрыт линолеумом, а каждое рабочее место -оцинкованным подносом или зеркальным стеклом. Рабочее место должно быть снабжено микроскопом, штативами для пробирок и красок, платиновой петлей и иглой для посевов, чашкой с мостиком для препаратов, промывалкой, песочными часами, предметными и покровными стеклами, пипетками, набором красок, фильтровальной бумагой, спиртовой или газовой горелкой и банкой с дезинфицирующим раствором (лизол, карболовая кислота, сулема, хлорамин или лизоформ), куда опускают для обеззараживания бывшие в употреблении предметные и покровные стекла, пипетки, стеклянные палочки и т. д. Посуда, в которой выращиваются микробы, обеззараживанию химическими веществами не подлежит. Следы дезинфицирующих веществ на такой посуде делают ее в дальнейшем непригодной для роста и размножения микроорганизмов. После использования посуду складывают в металлические бачки или ведра с крышкой, пломбируют и стерилизуют в автоклаве. Мелкий инструментарий (пинцеты, скальпели, ножницы) после его использования помещают в стерилизатор и кипятят в течение 30-60 минут или погружают в 3-5% мыльно-карболовый раствор хлорамина на 30-60 минут.
Рис. 9. Техника мнкроскопирования бактериологических объектов.
Рабочее место должно содержаться в абсолютной чистоте. Недопустимо, чтобы стол был загрязнен исследуемым заразным материалом (моча, кал, гной и т. д.). В последнем случае заразный материал со стола может попасть на другие окружающие предметы и тогда возможна внутрилабораторная инфекция. После окончания работы лаборант должен привести в порядок рабочее место, за которое он отвечает, и с целью профилактики стекло на рабочем месте протереть кусочком ваты, смоченным 5% раствором карболовой кислоты или хлорамина.
Правила работы и поведения в лаборатории
Работники лабораторий при работе с заразным материалом должны помнить о возможности заразиться самим и перенести инфекционное заболевание в семью, квартиру и т. д. Поэтому они должны быть внимательны, осторожны, опрятны и педантичны в работе.
При работе в лабораториях нужно соблюдать следующие правила:
- Находиться в помещении лаборатории, а тем более работать в ней обязательно в халате и косынке или шапочке.
- Без надобности не переходить из одного помещения лаборатории в другое и пользоваться только отведенным рабочим местом и оборудованием.
- Не принимать пищу и не курить в лаборатории.
- При работе с заразным материалом и живыми культурами пользоваться соответствующими инструментами: пинцетами, крючками, шпателями и другими предметами, подлежащими после их использования уничтожению или обезвреживанию (прожигание на пламени горелки, кипячение и пр.). Отсасывать жидкий заразный материал в пипетки не ртом, а при помощи баллонов, груш, переливать жидкость с заразным материалом из одного сосуда в другой только над каким-либо приемником (лоток, таз), в который налита дезинфицирующая жидкость (раствор карболовой кислоты, лизола). Посевы и пересевы производить, обжигая на пламени горелки пробирки, шпатели, платиновые петли, пипетки и т. д.
- Если разобьется посуда или разольется жидкость, содержащая заразный материал или живые культуры, немедленно самым тщательным образом продезинфицировать загрязненное рабочее место, платье, руки. Все это следует проделать в присутствии или под контролем руководителя лаборатории, которому необходимо немедленно сообщить о происшедшей аварии.
- Все использованные и ненужные предметы и материал по возможности уничтожать (лучше всего сжигать или тщательным образом обезвреживать в аппаратах для стерилизации или дезинфицирующих жидкостях).
Все предметы, подлежащие обеззараживанию, собрать внутри лаборатории в специальные приемники, баки, ведра с крышками и т. д., перенести в закрытом виде в автоклавную, где обеззаразить в тот же день. За доставкой заразного материала в автоклавную и за стерилизацией его должны следить специально выделенные ответственные работники лаборатории.
- Соблюдать строгую чистоту и опрятность. Дезинфицировать и мыть руки как можно чаще в течение рабочего дня и после окончания работы.
- Работники лабораторий подлежат обязательной вакцинации против основных инфекционных болезней (в первую очередь против кишечных).
- Обязательно проводить ежедневный количественный учет всех живых культур и зараженных животных с записью в специальных журналах и книгах учета.
- После работы весь материал и культуры, необходимые для дальнейшей работы, оставлять в запирающемся рефрижераторе или сейфе, а рабочее место приводить в полный порядок.
- Ежедневную тщательную уборку помещения лаборатории необходимо производить влажным путем с применением дезинфицирующей жидкости.