Methoden zur Bestimmung der Lebensfähigkeit von Helmintheneiern und -larven. Methoden zur Diagnose von Helminthiasis im gegenwärtigen Stadium

7.7. Methoden zur Bestimmung der Lebensfähigkeit von Helmintheneiern und -larven

Die Lebensfähigkeit von Wurmeiern wird bestimmt durch Aussehen, durch Anfärben mit Vitalfarbstoffen, Kultivierung unter optimalen Bedingungen und Durchführung eines biologischen Tests.

Wurmeier werden zunächst bei geringer, dann bei starker Vergrößerung mikroskopiert. Bei deformierten und toten Wurmeiern ist die Schale eingerissen oder nach innen gebogen, das Plasma ist trüb und locker. Segmentierte Eier haben Quetschkugeln (Blastomere) unterschiedlicher Größe, unregelmäßige Form, oft auf einen Pol verschoben. Manchmal gibt es abnormale Eier, die sich trotz äußerer Missbildungen normal entwickeln. Bei lebenden Spulwurmlarven ist die feine Körnigkeit nur im mittleren Teil des Körpers vorhanden; beim Absterben breitet sie sich im ganzen Körper aus, es entstehen große glänzende hyaline Vakuolen, die sogenannten „Perlenschnüre“.

Um die Lebensfähigkeit reifer Eier von Spulwürmern, Peitschenwürmern und Madenwürmern zu bestimmen, sollten aktive Bewegungen der Larven durch leichtes Erhitzen des Arzneimittels (auf eine Temperatur von nicht mehr als 37 ° C) verursacht werden. Es ist bequemer, die Lebensfähigkeit von Spul- und Peitschenwurmlarven zu beobachten, nachdem sie aus der Eierschale isoliert wurden, indem man mit einer Präpariernadel oder einer Pinzette auf das Deckglas des Präparats drückt.

Bei invasiven Spulwurmlarven sieht man oft, wie sich am Kopfende eine Hülle ablöst, und bei Peitschenwurmlarven, die ihre Entwicklung im Ei abgeschlossen haben, ist an dieser Stelle bei starker Vergrößerung ein Mandrin zu erkennen. Bei toten Helminthenlarven ist unabhängig von ihrer Lage (im Ei oder außerhalb davon) Körperverfall zu beobachten. In diesem Fall wird die innere Struktur der Larve blockig oder körnig und der Körper wird trüb und undurchsichtig. Es gibt Vakuolen im Körper und Brüche an der Kutikula.

Die Lebensfähigkeit von Taeniiden-Onkosphären (Rinder-, Schweinebandwurm usw.) wird durch die Bewegung der Embryonen bestimmt, wenn sie Verdauungsenzymen ausgesetzt werden. Die Eier werden auf ein Uhrglas gelegt Magensäure Hunde oder künstlicher Zwölffingerdarmsaft. Die Zusammensetzung des letzteren: Pankreatin – 0,5 g, Natriumbicarbonat – 0,09 g, destilliertes Wasser – 5 ml. Uhrgläser mit Eiern werden für 4 Stunden in einen Thermostat bei 36 – 38 °C gestellt. Dabei werden lebende Embryonen von ihren Membranen befreit. Auch die Hüllen lebender Onkosphären lösen sich in angesäuertem Pepsin und in einer alkalischen Trypsinlösung nach 6 – 8 Stunden in einem Thermostat bei 38 °C auf.

Wenn Sie Teniid-Eier in eine 1 %ige Lösung von Natriumsulfid oder eine 20 %ige Lösung von Natriumhypochlorid oder in eine 1 %ige Lösung von Chlorwasser bei 36–38 °C legen, werden reife und lebende Embryonen aus den Membranen freigesetzt und nicht Änderung innerhalb eines Tages. Unreife und tote Onkosphären schrumpfen oder schwellen an, vergrößern sich stark und „lösen“ sich dann innerhalb von 10 Minuten bis 2 Stunden auf. Lebende Taeniidenembryonen bewegen sich auch aktiv in einer Mischung aus 1 %iger Natriumchloridlösung, 0,5 %iger Natriumbicarbonatlösung und Galle bei 36–38 °C.

Die Lebensfähigkeit von Adolescaria fascioli, die auf Pflanzen und anderen Gewässerobjekten gesammelt wurde, wird überprüft, indem man sie auf einem Objektträger in physiologischer Lösung unter einem Mikroskop mit Heiztisch untersucht. Wenn die Trematodenlarven erhitzt werden, beginnen sie sich zu bewegen.

Um die Lebensfähigkeit von Zwergbandwurmeiern zu bestimmen, ist die einfachste Methode die von N.S. Ionina: Bei lebenden Eiern ist das mittlere Paar embryonaler Haken entweder parallel zu den seitlichen, oder letztere bilden mit dem Median an der Basis einen Winkel von weniger als 45°. Bei toten Eiern bilden die seitlichen Paare mit dem mittleren Paar an der Basis einen Winkel von mehr als 45°, oder die Haken sind zufällig verstreut (ihre paarige Anordnung geht verloren); Manchmal schrumpft der Embryo und es bilden sich Körnchen. Eine genauere Methode basiert auf dem Auftreten von Bewegungen der Onkosphäre bei einer starken Temperaturänderung: von 5 - 10 ° bis 38 - 40 ° C.

Die Bestimmung der Lebensfähigkeit unreifer Nematodeneier sollte in einer feuchten Kammer (Petrischalen) untersucht werden, indem Spulwurmeier in eine 3%ige Formaldehydlösung gelegt werden, die in einer isotonischen Natriumchloridlösung bei einer Temperatur von 24–30 °C zubereitet wird, Peitschenwurmeier in eine 3%ige Lösung Salzsäure bei einer Temperatur von 30 - 35 °C; Madenwurmeier in einer isotonischen Natriumchloridlösung bei einer Temperatur von 37 °C. Petrischalen sollten zur besseren Belüftung 1-2 Mal pro Woche geöffnet und das Filterpapier erneut mit klarem Wasser benetzt werden.

Beobachtungen der Entwicklung von Wurmeiern werden mindestens zweimal pro Woche durchgeführt. Das Fehlen von Anzeichen einer Entwicklung innerhalb von 2 bis 3 Monaten weist auf ihre Nichtlebensfähigkeit hin. Anzeichen für die Entwicklung von Wurmeiern sind zunächst die Zerkleinerungsstadien, bei denen der Inhalt des Eies in einzelne Blastomeren aufgeteilt wird. In den ersten Tagen entwickeln sich bis zu 16 Blastomeren, die in das zweite Stadium übergehen – Morula usw.

Hakenwurmeier werden in einem Glaszylinder (50 cm hoch und 7 cm Durchmesser) kultiviert, der mit einem Stopfen verschlossen ist. Eine Mischung aus gleichen Volumina sterilem Sand, Holzkohle und Kot mit Hakenwurmeiern, mit Wasser zu einer halbflüssigen Konsistenz verdünnt, wird mithilfe eines Glasröhrchens vorsichtig auf den Boden des Zylinders gegossen. Während 1 - 2 Tagen im Dunkeln bei einer Temperatur von 25 - 30 ° C schlüpfen aus den Eiern rhabditiforme Larven, die nach 5 - 7 Tagen fadenförmig werden: Die Larven kriechen an den Wänden des Zylinders hoch, wo sie sich befinden sogar mit bloßem Auge sichtbar.

Eier von Trematoden, die sich natürlicherweise im Wasser entwickeln, zum Beispiel Opisthorchis, Diphyllobothriidae, Fasciolae und andere, werden auf ein Uhrglas, eine Petrischale oder ein anderes Gefäß gelegt und mit einer kleinen Schicht gewöhnlichem Wasser übergossen. Bei der Kultivierung von Fasciola-Eiern ist zu berücksichtigen, dass sie sich im Dunkeln schneller entwickeln, während in lebenden Eiern bei einer Temperatur von 22 – 24 °C Miracidium in 9 – 12 Tagen gebildet wird. Bei der Mikroskopie sich entwickelnder Trematodeneier sind die Bewegungen des Miracidiums deutlich zu erkennen. Miracidium fasciola schlüpft nur im Licht aus der Eischale.

Fulleborn-Methode. Hakenwurm- und Strongylidlarven werden auf Agar in einer Petrischale mit Tierkohle kultiviert. Nachdem sie 5 bis 6 Stunden lang in einem Thermostat bei einer Temperatur von 25 bis 30 ° C gehalten wurden, kriechen die Larven über den Agar und hinterlassen eine Bakterienspur.

Harada- und Mori-Methode. Geben Sie 7 ml destilliertes Wasser in die Reagenzgläser in einem Gestell. Nehmen Sie mit einem Holzstäbchen 0,5 g Kot und machen Sie einen Abstrich auf Filterpapier (15 x 150 mm) 5 cm vom linken Rand entfernt (dieser Vorgang wird auf einem Blatt Papier durchgeführt, um die Oberfläche des Labortischs zu schützen). Anschließend wird der Streifen mit dem Abstrich so in das Reagenzglas eingeführt, dass das linke, vom Abstrich freie Ende den Boden des Reagenzglases erreicht. Decken Sie das obere Ende mit einem Stück Zellophan ab und wickeln Sie es mit einem Gummiband fest um. Auf dem Reagenzglas sind Nummer und Nachname der untersuchten Person vermerkt. In diesem Zustand werden die Röhrchen 8 – 10 Tage bei einer Temperatur von 28 °C gelagert. Um die Larven zu untersuchen, entfernen Sie die Zellophanhülle und entfernen Sie einen Streifen Filterpapier mit einer Pinzette. Dabei ist Vorsicht geboten, da eine kleine Anzahl infektiöser Larven zum oberen Ende des Filterpapiers oder zur Seite des Röhrchens wandern und unter die Oberfläche des Zellophans eindringen kann.

Reagenzgläser werden heiß gestellt Wasserbad bei einer Temperatur von 50 °C für 15 Minuten, danach wird der Inhalt geschüttelt und schnell in ein 15-ml-Reagenzglas gegossen, um die Larven zu sedimentieren. Nach der Zentrifugation wird der Überstand entfernt und das Sediment auf einen Glasobjektträger übertragen, mit einem Deckglas abgedeckt und bei geringer Vergrößerung mikroskopisch untersucht.

Für die Differenzialdiagnose filariformer Larven ist die Verwendung der Daten in Tabelle 3 erforderlich.

Tisch 3

DIFFERENZDIAGNOSTIK VON FILARIOID-LARVEN VON A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, TRICHOSTRONGYLUS SP.

Abgestorbenes Gewebe nimmt Farben in den meisten Fällen schneller wahr als lebendes. Diese Merkmale werden in der Helminthologie verwendet, um die Lebensfähigkeit von Helmintheneiern und -larven zu bestimmen. Allerdings in in manchen Fällen Manche Farben werden von lebendem Gewebe besser wahrgenommen als von totem.

Zur Unterscheidung zwischen lebenden und toten Eiern und Larven werden die folgenden Farben und Methoden verwendet.

Leukobase Methylenblau wird häufig zum Färben von lebendem und totem Gewebe verwendet. Eine lebende Zelle oder ein lebendes Gewebe reduziert Methylenblau zu einer farblosen Leukobase; totes Gewebe verfügt nicht über diese Fähigkeit und nimmt daher Farbe an.

Das Kriterium für den Zustand einer Eizelle ist die Färbung des Embryos, nicht jedoch der Schale. Diese Fähigkeit hängt mit den Bedingungen zusammen, unter denen die Eizelle stirbt. In Fällen, in denen die Fasermembran einer toten Eizelle ihre semipermeablen Eigenschaften nicht verliert, lässt sie keine Farbstoffe durch und der tote Embryo wird daher nicht gefärbt. Ein gefärbter Embryo zeigt immer den Tod der Eizelle an.

Zum Färben von Spulwurmeiern können Sie Methylenblau in einer Milchsäurelösung mit Ätzalkali (0,05 g Methylenblau, 0,5 g Natriumhydroxid, 15 ml Milchsäure) verwenden. Lebende Eier nehmen keine Farbe wahr; Embryonen toter Eizellen werden blau. Die Färbung von Spulwurmlarven mit einer basischen Lösung von Brillantkresylblau-Farbe in einer Konzentration von 1:10000 wird wie folgt durchgeführt: Ein Tropfen Flüssigkeit mit Spulwurmeiern und ein Tropfen der basischen Farblösung werden auf einen Glasobjektträger aufgetragen. Das Präparat wird mit einem Deckglas abgedeckt, das unter leichtem Klopfen mit einer Präpariernadel fest auf den Objektträger gedrückt wird. Die Anzahl der schlüpfenden Larven und der Grad ihrer Färbung werden unter einem Mikroskop beobachtet; Danach wird das gleiche Medikament nach 2 - 3 Stunden erneut untersucht. Als lebend gelten nur unverformte Larven, die sich 2 Stunden lang nicht gefärbt haben. Abgestorbene Larven schlüpfen entweder nicht aus den Eiern oder verfärben sich, wenn die Schale (teilweise oder vollständig) bricht.

Bei der Bestimmung der Lebensfähigkeit von Vogelspulwurmeiern ist es möglich, die Präparate mit einer 5 %igen alkoholischen Jodlösung anzufärben. Beim Auftragen auf das Präparat erfolgt die Keimung abgestorbener Askaridia-Eier innerhalb von 1 – 3 Sekunden. sind orange lackiert.

Abgestorbene Opisthorchis-Eier und Onkosphären von Rinderbandwürmern werden mit einer Lösung von Toluidinblau (1:1000) und tote Onkosphären von Rinderbandwürmern mit einer Lösung von Brillantkresylblau (1:10000) gefärbt. Gleichzeitig nehmen die Embryonen und Schalen toter und lebender Eier Farbe an. Daher werden Eier und Onkosphären nach dem Färben in sauberem Wasser gewaschen und zusätzlich mit Safranin (1:10.000 verdünnt in Alkohol bei 10 °C) gefärbt. Alkohol entfernt Farbe von den Schalen und Safranin färbt sie rot. Dadurch werden lebende Eier rot; Eier mit toten Embryonen werden blau, aber die Schale bleibt rot. Abgestorbene Embryonen von Rinderbandwurm-Onkosphären verfärben sich schnell, innerhalb weniger Minuten, leuchtend rot oder pinke Farbe Safranin oder blaues Brillantkresylblau in einer Verdünnung von 1:4000 oder Indigokarmin in einer Verdünnung von 1:1000 - 1:2000. Lebende Embryonen verändern sich unter dem Einfluss dieser Farben auch nach 2 – 7 Stunden nicht.

Um die Lebensfähigkeit von Zwergbandwurmeiern zu bestimmen, wird die Verwendung folgender Farben empfohlen:

1. Brillantkreasylblau (1:8000) – nach 1 Stunde nimmt die Onkosphäre toter Eier eine besonders helle Farbe an, die sich deutlich vom blassen oder farblosen Hintergrund des restlichen Eies abhebt.

2. Safranin (1:8000 bei 2-stündiger Exposition und 1:5000 bei 3-5-stündiger Exposition).

3. 50 %ige Lösung von Pyrogallussäure in einer Verdünnung von 1:2 – bei 1-stündiger Einwirkung einer Temperatur von 29 – 30 °C (je niedriger die Temperatur, desto länger dauert der Färbeprozess).

Die Fluoreszenzmikroskopie ermöglicht die Unterscheidung zwischen lebenden und toten Objekten, ohne das Ei zu beschädigen. Für die Fluoreszenz werden nicht ultraviolette Strahlen, sondern der blauviolette Teil des sichtbaren Lichts verwendet, mit einem herkömmlichen Mikroskop und Glasobjektträgern; Dem OI-18-Illuminator ist ein spezieller Satz Farbfilter hinzugefügt.

Lebende und tote Eier von Spulwürmern, Madenwürmern, Zwergbandwürmern, Rinderbandwürmern, Breitbandwürmern und anderen Helminthen fluoreszieren unterschiedlich. Dieses Phänomen wird sowohl während der Primärlumineszenz ohne Verwendung von Farbstoffen als auch bei Färbung mit Fluorochromen (Acridinorange, Coryphosphin, Primulin, Aurolin, Berlerinsulfat, Trypaflavin, Rivanol, Acrhin usw.) beobachtet.

Ungefärbte, lebende, unsegmentierte Spulwurmeier leuchten hellgrün mit einer gelblichen Tönung; Bei toten Eiern strahlt die Schale ein grünes Licht aus, das viel heller ist als der dunkelgrüne embryonale Teil; Bei Spulwurmeiern mit einer Larve ist nur die Schale sichtbar, bei toten Eiern sind sowohl die Schale als auch die Larve leuchtend gelb.

Unpigmentierte und unsegmentierte lebende Eier von Madenwürmern und Zwergbandwürmern strahlen ein grünlich-gelbes Licht aus; die Schale toter Eier leuchtet intensiv vor dem Hintergrund einer dunkelgrünen embryonalen Masse.

Bei sekundärer Lumineszenz (bei Anfärbung mit Acridinorange in einer Verdünnung von 1:10.000 und 1:50.000 für 30 Minuten bis 2 Stunden) luminesziert die Hülle lebender und toter Nematoden, Trematoden und Cestoden unterschiedlich.

Die Schalen lebender und toter Eier von Spulwürmern, Toxocara, Madenwürmern, Zwergbandwürmern, Rattenbandwürmern, Bullenbandwürmern und Bandwürmern sind orangerot gefärbt. Die Embryonen lebender Eier von Spulwürmern, Toxascaris, Rattenbandwürmern, Breitbandwürmern und Onkosphären von Rinderbandwürmern fluoreszieren matt dunkelgrün oder graugrüne Farbe. Die toten embryonalen Eier dieser Helminthen strahlen eine „brennende“ orangerote Farbe aus. Lebende Madenwurm- und Toxocara-Larven (von Eischalen befreit) strahlen ein trübes graugrünes Licht aus; wenn sie sterben, ändert sich die Farbe vom Kopfende zu einem „brennenden“ Hellgrün, dann zu Gelb, Orange und schließlich zu leuchtendem Orange.

Bei Färbung mit Fluorochromen (Coryphosphylum, Primulin) zeigen tote Eier von Spulwürmern und Peitschenwürmern einen Schimmer von lila-gelb bis kupferrot. Lebensfähige Eier leuchten nicht, sind aber dunkelgrün gefärbt.

Lebende Eier von Trematoden (Paragonimus und Clonorchis) leuchten nicht, wenn sie mit Acridinorange gefärbt werden, tote Eier erzeugen jedoch eine gelblich-grüne Farbe.

Mit der Lumineszenzmethode kann auch die Lebensfähigkeit von Helminthenlarven bestimmt werden. So leuchten Strongylat- und Rhabditatus-Larven, die mit einer Lösung von Acridinorange (1:2000) fluorochromiert wurden: Lebende – grün (mit einem Farbton), tote – mit einem hellen orangefarbenen Licht.

Lebende Miracidien, die aus der Schale schlüpfen, strahlen ein schwaches bläuliches Licht mit einer kaum wahrnehmbaren hellgelben Flimmerkrone aus, aber 10 bis 15 Minuten nach dem Tod erscheinen sie mit einem hellen „brennenden“ hellgrünen und dann orangeroten Licht.

Um beispielsweise die Lebensfähigkeit von Spulwurm-Eiern (Schweinespulwurm, menschlicher Spulwurm, Toxocara, Toxascaris usw.) zu bestimmen, benötigt man pro Tier (Meerschweinchen, Mäuse) mindestens 100 – 300 Eier mit entwickelten Larven. Spulwürmer-Eier werden in einer isotonischen Natriumchloridlösung durch das Maul einer Maus oder eines Meerschweinchens pipettiert. Nach 6–7 Tagen wird das Tier geschlachtet, Leber und Lunge geöffnet und getrennt auf das Vorhandensein von Spulwürmerlarven untersucht. Dazu werden Leber und Lunge mit einer Schere in kleine Stücke geschnitten und nach der Berman- oder Supryaga-Methode untersucht (Abschnitt 6.1.2).

Wenn Tiere mit lebenden invasiven Eiern infiziert wurden, werden bei der Autopsie wandernde Spulwürmerlarven in Leber und Lunge gefunden.

Im Falle einer Infektion können bei Kaninchen nach 2 Monaten Fasciola-Eier im Kot von Versuchstieren nachgewiesen werden Meerschweinchen- nach 50 Tagen, bei Mäusen - nach 35 - 40 Tagen.

Um schneller eine Antwort zu erhalten, werden Versuchstiere nach 20 – 30 Tagen geöffnet und die Leber auf das Vorhandensein junger Fasziolen untersucht.

Um die Lebensfähigkeit von Zwergbandwurmeiern zu bestimmen, wird außerdem empfohlen, sie an zuvor nicht infizierte weiße Mäuse zu verfüttern, die Tiere anschließend nach 92–96 Stunden zu öffnen und Zystizerkoide in den Darmzotten oder Cestoden im Darmlumen zu identifizieren.

Um die Lebensfähigkeit von Opisthorchis-Eiern zu bestimmen, wird eine Methode empfohlen (Deutsche S.M., Baer S.A., 1984), die auf der physikalisch-chemischen Aktivierung der Miracidium-Brutdrüse und Stimulation basiert Motorik Larven, was unter experimentellen Bedingungen zur Öffnung der Eikappe und zur aktiven Freisetzung von Miracidium führt.

Die Suspension von Opisthorchis-Eiern in Wasser wird auf 10 – 12 °C vorgekühlt (alle weiteren Vorgänge werden bei Raumtemperatur von 19 – 20 °C durchgeführt). 1 Tropfen Suspension mit 100–150 Eiern wird in ein Zentrifugenröhrchen gegeben. Das Reagenzglas wird für 5 - 10 Minuten in einen Ständer gestellt. In dieser Zeit gelingt es allen Eiern, auf den Boden zu sinken. Anschließend wird das überschüssige Wasser mit einem Filterpapierstreifen vorsichtig abgesaugt und 2 Tropfen eines Spezialmediums in das Reagenzglas gegeben. Das Medium wird in 0,005 M Tris-HCl-Puffer hergestellt; Dem Puffer werden eine 12 - 13 %ige Ethanollösung und ein Farbstoff (Fuchsin, Safranin, Eosin, Methylenblau usw.) zugesetzt. Das Reagenzglas wird geschüttelt, der Inhalt auf einen Glasobjektträger pipettiert und 10 Minuten unter leichtem Schütteln belassen. Anschließend 2 Tropfen des angegebenen Mediums hinzufügen. Das Präparat ist bereit für die Mikroskopie unter einem herkömmlichen Lichtmikroskop bei 20-facher Vergrößerung.

Während dieser Zeit öffnet sich der Deckel lebensfähiger Larven und das Miracidium tritt aktiv in die vorgegebene Umgebung aus. Dank des darin enthaltenen Ethanols werden sie nach 2 bis 5 Minuten immobilisiert und anschließend mit einem Farbstoff bemalt. Sie können mikroskopisch leicht nachgewiesen und gezählt werden.

Forschungsmaterial: Kot, Urin, Zwölffingerdarminhalt, Sputum, Blut, Haut, perianale Dendriten, Muskelgewebe.

Mikroskopische Forschungsmethoden basieren auf dem Nachweis von Helmintheneiern und -larven. Abhängig von den Zielen der Studie werden sie in qualitative und quantitative unterteilt.

1. Kato-Methode mit dickem Abstrich. Das Prinzip der Methode besteht darin, dass Wurmeier in einem dicken Kotausstrich gefunden werden, der mit Glycerin gereinigt und mit Malachitgrün gefärbt ist. Die Methode ist am wirksamsten bei Askariasis, Trichozephalose, Diphyllobothriasis, Taeniasis und in geringerem Maße bei Hakenwurmerkrankungen und Zwergbandwürmern.

3. Anreicherungsmethode(Kofoida - Barbera) basiert auf dem Prinzip, dass Eier in einer gesättigten Lösung schwimmen Tisch salz. Man findet Eier von Trematoden, Bandwürmern, Onkosphären, Teniden und unbefruchteten Spulwurmeiern.

4. Kalantaryan-Methode- Das Prinzip ist das gleiche wie beim vorherigen, jedoch wird als Flotationslösung eine gesättigte Stickstoffnitratlösung verwendet.

5. Es gibt spezielle Methoden Untersuchung des Kots auf das Vorliegen von Fasziliasis, Strongyloidiasis und Hakenwurmerkrankung.

6. Prianale und perianal-rektale Methode Diagnose einer Enterobiasis. Das Schaben erfolgt morgens (vor dem Toilettengang und Stuhlgang) oder abends im Schlaf.

Sehr wichtig zu wissen

Helminthologische Forschungsmethoden. Methoden zur Diagnose von Helmintheninfektionen werden in direkte Methoden unterteilt, die auf dem direkten Nachweis von Helminthen selbst oder ihren Fragmenten sowie von Helminthenlarven und -eiern basieren (Methoden zur Untersuchung von Kot, Urin, Gallen- und Zwölffingerdarminhalt, Sputum, Blut und Gewebe, Material). gewonnen durch Abkratzen aus dem Perianalbereich und den subungualen Räumen) und indirekt, mit deren Hilfe sekundäre Veränderungen aufgedeckt werden, die im menschlichen Körper infolge der Aktivität von Helminthen auftreten (Forschung). morphologische Zusammensetzung Blut, immunologische Methoden zur Diagnose von Helminthiasen, Röntgenuntersuchungen usw.). Von den direkten Methoden sind die skatologischen Methoden am gebräuchlichsten, die in Makro- und Mikrohelminthoskopie unterteilt werden. Teilweise kommen spezielle Methoden zum Einsatz.

Makrohelmitoskopische Forschungsmethoden zielen auf die Suche nach Helminthen oder deren Fragmenten (Skolex, Segmente, Teile der Strobila von Cestoden) ab. Sie werden zur Diagnose solcher Helminthiasis verwendet, bei der Eier nicht oder nur in geringen Mengen und nicht immer in den Exkrementen des Patienten ausgeschieden werden (z. B. werden bei Enterobiasis Madenwürmer im Kot gefunden, bei Taeniasis - Segmente). Um Madenwürmer oder Zestodensegmente im Kot nachzuweisen, wird der Kot mit bloßem Auge untersucht. Für die Differentialdiagnose der Taeniasis wird empfohlen, mit Wasser verdünnten Kot in kleinen Portionen in schwarzen Fotoküvetten oder in Petrischalen vor einem dunklen Hintergrund zu betrachten. Große Formationen, die auf Helminthenfragmente verdächtig sind, werden unter einer Lupe zwischen zwei Objektträgern untersucht. Wenn aufgrund klinischer Indikationen nach der Behandlung mit dem Nachweis kleiner Helminthen oder Zestodenköpfe zu rechnen ist, werden verdächtige Partikel unter einer Lupe in einem Tropfen Glycerin und gegebenenfalls unter einem Mikroskop untersucht.

Mikrohelminthoskopische Forschungsmethoden (qualitativ) zielen auf die Identifizierung von Helmintheneiern und -larven ab. Dabei kommt die Dickstrichmethode mit einer Cellophan-Abdeckplatte nach Kato zum Einsatz. Die Kato-Mischung besteht aus 6 ml einer 3 %igen wässrigen Lösung von Malachitgrün, 500 ml Glycerin und 500 ml einer 6 %igen Phenollösung. Kato-Platten (hydrophiles Cellophan wird in 20–40 mm große Stücke geschnitten) werden 24 Stunden lang in die Kato-Mischung eingetaucht, sodass sie aneinander angrenzen (3–5 ml Kato-Lösung pro 100 Platten). 100 mg Kot werden auf einen Glasobjektträger aufgetragen, mit einer Zellophan-Abdeckplatte nach Kato abgedeckt und so angedrückt, dass der Kot innerhalb der Grenzen der Zellophanplatte auf dem Objektträger verschmiert wird.

Der Ausstrich wird zur Klärung 40–50 Minuten bei Raumtemperatur belassen und anschließend unter dem Mikroskop untersucht. Um ein Austrocknen der Zubereitung zu verhindern, legen Sie in der heißen Jahreszeit einen feuchten Schwamm auf den Teller der zubereiteten Zubereitung. Für den vollständigen Nachweis von Helminthen aller Art muss die Kato-Dickabstrichmethode mit einer Zellophan-Abdeckplatte in Kombination mit einer der Anreicherungsmethoden verwendet werden. Die gebräuchlichsten davon sind die Kalantaryan-Methode und die Fulleborn-Methode. Kalantaryan-Methode: In 100-ml-Weithalskolben 5 g Kot mit einem Glasstab gründlich umrühren und nach und nach eine gesättigte Lösung von Natriumnitrat (1 kg Natriumnitrat pro 1 Liter kochendes Wasser) bis zum Rand des Glases hinzufügen. Große Partikel, die an der Oberfläche schwimmen, werden mit einer Papierschaufel entfernt. Auf die Oberfläche der Kochsalzlösung wird ein Glasobjektträger aufgebracht ( Kochsalzlösung hinzufügen, bis die Mischung vollständig mit dem Objektträger in Kontakt kommt. Nach 20–30 Minuten wird der Objektträger entfernt und der Film unter dem Mikroskop untersucht. Wenn dieses Salz nicht vorhanden ist, können Sie eine gesättigte Kochsalzlösung nach Fholleborn verwenden (400 g Salz in 1 Liter gekochtem Wasser).

Aufgrund der Tatsache, dass Eier mit einem großen spezifischen Gewicht (unbefruchtete Eier von Spulwürmern, Eier von Trematoden und großen Cestoden) nicht schwimmen, ist bei der Fulleborn-Methode zusätzlich zur Untersuchung der Oberflächenschicht der Flüssigkeit eine Untersuchung erforderlich 2-4 Präparate aus dem Sediment unter dem Mikroskop. Spezielle Labormethoden zum Testen verschiedener Helminthiasen. Forschung zur Enterobiasis. Die Untersuchung auf Enterobiasis wird nach dem Schlafen durchgeführt, ohne dass vorher der Perianalbereich gewaschen wird. Der einfachste Weg besteht darin, Madenwurmeier in einer perianalen Ausschabung mit einem Holzspatel (Streichholz) zu erkennen. Das Abkratzen erfolgt von der Oberfläche der Perianalfalten mit einem Holzspatel (in Form eines Spatels mit einem Streichholz geschärft), der in einer 50 %igen Glycerinlösung oder in einer 1 %igen Natriumhydrogencarbonatlösung angefeuchtet ist. Das entstandene Material wird vorsichtig mit der Kante eines Glasobjektträgers vom Spatel abgekratzt, auf einen anderen Glasobjektträger in einen Tropfen 50 %iger Glycerinlösung getropft und unter dem Mikroskop untersucht. Bei der Untersuchung von Arbeitern Gastronomie Es ist bequemer, Material aus den subungualen Räumen mit einer Mischung aus gleichen Mengen einer 50 %igen wässrigen Lösung von Glycerin und Lugols Lösung zu untersuchen.

Eine effektivere Methode ist die Verwendung eines transparenten Polyethylenbandes mit einer Klebeschicht, indem ein Abdruck aus den Perianalfalten des Probanden gemacht wird. Im Labor werden 9 cm lange Klebebandstreifen vorgeschnitten und mit einer Klebeschicht auf Glasobjektträger geklebt, sodass ein Ende 1 cm über den Glasrand hinausragt. Auf die Klebeseite des Überstands wird weißes Papier geklebt Ende des Bandes, auf dem die Seriennummer der Studie vermerkt ist. Fassen Sie während der Untersuchung das freie Ende des Klebebandes mit den Fingern an, ziehen Sie es bis zum zweiten Ende vom Objektträger ab und tragen Sie eine Klebeschicht auf die Perianalfalten auf. Um einen vollständigen Hautkontakt zu gewährleisten, wird der Streifen mit einem Holzspatel geglättet. Anschließend wird das Klebeband von der Haut abgezogen und auf einen Glasobjektträger geklebt. Das Band wird gut geglättet, um Luftblasen und andere Unregelmäßigkeiten zu beseitigen.

Das Medikament wird unter einem Mikroskop untersucht. Tests auf Taeniasis. Die Hauptmethode zur Diagnose einer Taeniarinchiasis ist eine Untersuchung zur Feststellung der Isolierung von Taeniidensegmenten im Kot. Sie können nach Kato auch die Methode des perianalen Schabens und die Methode des dicken Abstrichs mit einer Zellophan-Abdeckplatte verwenden. Die Diagnose einer Taeniasis ist schwierig, weil Die Segmente des Schweinebandwurms werden nicht aktiv ausgeschieden. Bei Verdacht auf Taeniasis sollte eine diagnostische Entwurmung mit geringen Dosen Wurmfarn oder Kürbiskernen durchgeführt werden. Tests auf Strongyloidiasis. Die Diagnose Strongyloidiasis wird gestellt, wenn Helminthenlarven im Kot gefunden werden. Am effektivsten ist die Behrmann-Methode. Auf das schmale Ende des Glastrichters wird ein Gummischlauch mit Klemme gesteckt und an einem Metallständer befestigt. Ein Metallnetz mit 5-10 g Kot wird in einen Trichter gegeben. Heben Sie das Netz an und füllen Sie den Trichter mit auf 40–45 °C erhitztem Wasser, sodass der untere Teil des Netzes mit dem Kot in Wasser eingetaucht ist. Larven aus dem Kot bewegen sich aktiv in warmes Wasser und sammeln sich im unteren Teil eines Gummischlauchs an, der auf dem Trichter angebracht ist. Nach 4 Stunden wird die Klemme am Röhrchen geöffnet und die Flüssigkeit in 1-2 Zentrifugenröhrchen abgelassen. Nach 2-3-minütiger Zentrifugation wird der Überstand schnell abgelassen, das Sediment auf einen Objektträger übertragen und unter dem Mikroskop untersucht.

Die einfachste Methode zur Identifizierung von Strongyloidlarven im Kot, die bei Massenuntersuchungen in Befallsherden verwendet werden kann, wurde von E.S. vorgeschlagen. Shulman, V.G. Supryagoy, G.L. Ivyushcheva und andere. Der Kot (5 g) wird in einem Glas gesammelt und mit normalem (Leitungs-)Wasser bei Raumtemperatur (10-15 ml) gefüllt. Nach 20 Minuten wird das Wasser in eine Petrischale gegossen und unter dem Mikroskop untersucht. Bei Verdacht auf Stroigiloidose negatives Ergebnis Nach einer einzelnen Studie müssen wiederholte Tests im Abstand von 5 bis 7 Tagen durchgeführt und mit Untersuchungen des Zwölffingerdarminhalts und der Galle kombiniert werden. Zwölffingerdarminhalt und Galle (Anteile A, B, C) werden wie üblich durch Intubation gewonnen. Aus der untersuchten Flüssigkeit werden zunächst darin schwimmende Flocken ausgewählt und unter dem Mikroskop untersucht und anschließend mit einer gleichen Menge Ethylether vermischt. Die Mischung wird gründlich geschüttelt und 10–15 Minuten lang bei 1500 U/min zentrifugiert. Der Überstand wird verworfen und das gesamte Sediment unter dem Mikroskop untersucht.

Bei der Untersuchung des Zwölffingerdarminhalts ist es möglich, eine Helminthiasis mit Lokalisierung des Erregers in Leber, Gallenblase, Zwölffingerdarm(zum Beispiel bei Opisthorchiasis, Faszioliasis, Clonorchiasis, Dikrozeliose, Trichostrongylose). Forschung zur Hakenwurmerkrankung. Zur Diagnose der Hakenwurmerkrankung werden Anreicherungsmethoden nach Kalantaryan oder Fulleborn eingesetzt. Für die Differenzialdiagnose von Hakenwurm und Nekatoriasis empfiehlt sich die von Maruashvili et al. modifizierte Methode der Larvenkultivierung nach Harada - Mori. Auf Filterpapier der Größe 16 x 3,5 wird eine dünne Schicht Kot aufgetragen, sodass die Ränder des Papiers frei bleiben. Das Papier mit Fäkalien wird in ein 0,8-Liter-Gefäß gegeben und mit Wasser gefüllt, sodass der untere Rand des Papiers, frei von Fäkalien, in Wasser eingetaucht ist. Das Gefäß wird für 5–6 Tage in einen Thermostaten mit einer Temperatur von 28° gestellt. Filariforme Larven, die sich in dieser Zeit aus Eiern entwickelt haben, steigen entlang des Filterpapiers ab und setzen sich am Boden des Glases ab. Am Ende der Inkubation wird das Filterpapier aus dem Gefäß entfernt und die Flüssigkeit unter einer Lupe untersucht. Im Zweifelsfall wird die Flüssigkeit zentrifugiert und das Sediment unter dem Mikroskop untersucht. Tests auf Lungenhelminthiasis.

Um Wurmeier im Kot nachzuweisen, wird die Methode des aufeinanderfolgenden Waschens verwendet. Eine kleine Portion Kot wird in einer Petrischale mit Wasser vermischt und stehen gelassen, bis sich die suspendierten Partikel absetzen. Die überstehende Schicht wird abgelassen und durch sauberes Wasser ersetzt. Der Vorgang wird mehrmals wiederholt, bis ein klarer Überstand entsteht, das gewaschene Sediment wird unter dem Mikroskop untersucht. Es werden mehrere Stuhlproben verwendet. Tests auf Trichinose (Nachweis von Trichinella-Larven). Bei der Kompressionsmethode wird ein chirurgisch unter Asepsis entnommener Teil des Bizeps- oder Gastrocnemius-Muskels (in der Nähe der Sehnen) mit Präpariernadeln in einzelne dünne Fasern gespalten und zwischen zwei Glasobjektträgern in einem Tropfen 50 %iger Glycerinlösung zusammengedrückt, so dass die Das Präparat ist dünnflüssig und transparent. Unter einem Mikroskop mit dunklem Sichtfeld sind Trichinella-Larven deutlich sichtbar. Es ist effektiv, mehrere Muskelstücke in Kompressorien zu untersuchen, die in der Veterinär- und Sanitärpraxis verwendet werden, oder in speziellen Trichinelloskopen.

Bechman-Verdauungsmethode: 1 g zerkleinerte Muskeln werden in 60 ml künstlichen Magensaft (0,5 g Pepsin; 0,7 ml konzentrierte Salzsäure; 100 ml Wasser) gegossen und 18 Stunden lang in einem Thermostat bei 37° gehalten. Die oberste Flüssigkeitsschicht wird abgelassen, warmes Wasser (37-45°) wird zum Sediment gegeben und in einen Behrmann-Apparat gegossen. Nach einer Stunde wird die Flüssigkeit in ein Reagenzglas abgelassen, zentrifugiert und das Sediment untersucht. Sind die Larven in verkalkten Kapseln eingeschlossen, werden sie zunächst in einer Lösung aus Salz-, Salpeter- oder Schwefelsäure entkalkt. Bioassay: Zu untersuchende Muskelstücke werden an weiße Mäuse oder Ratten verfüttert, bei denen nach 2-3 Tagen und nach 2-3 Wochen reife Trichinen im Zwölffingerdarminhalt nachweisbar sind. - Larven in den Muskeln des Zwerchfells und der Zunge. Bei helminthologischen Schnitten werden Muskelstücke in Bouin-, Zenker- oder anderen Flüssigkeiten fixiert. In üblicher Weise werden Schnitte auf einem Mikrotom präpariert und mit Delafield-Hämatoxylin angefärbt.

Tests auf Zystizerkose. Ein Stück Muskel, Bindegewebe, subkutane Knötchen etc. wird mit bloßem Auge untersucht, ein Zystizerkus (ein weißlich durchscheinendes Vesikel von 1-2 cm Größe) wird sorgfältig isoliert, zwischen zwei Glasobjektträgern in einem Tropfen Glycerin zerdrückt und untersucht unter dem Mikroskop. Um die Lebensfähigkeit von aus Gewebe isolierten Zystizerken zu bestimmen, werden diese in einer 50 %igen Gallenlösung in einer isotonischen Natriumchloridlösung in einem Thermostag bei einer Temperatur von 37 °C gehalten; Nach 10-60 Minuten dreht sich der Kopf eines lebensfähigen Zystizerkus nach außen. Verkalkte Zystizerken werden eine Stunde lang mit einer 4%igen Salpetersäurelösung vorentkalkt. Tests auf Bilharziose. Urinuntersuchung: Mindestens 5 ml des mitten am Tag gesammelten Urins werden 30 Minuten lang in ein konisches Glas gegeben und dann abgelassen.

Mit einer Pipette wird ein Tropfen Urinsediment auf einen Glasobjektträger aufgetragen, ein Abstrich angefertigt und unter einem Mikroskop mit geringer Vergrößerung untersucht. Die Zugabe von 1-2 Tropfen einer 50 %igen Glycerinlösung zum Sediment führt zu einer deutlichen Klärung des Sediments und erleichtert seine Untersuchung. Zentrifugation kann eingesetzt werden (insbesondere bei geringer Invasionsintensität). Eine frische Urinprobe wird in 2 Zentrifugenröhrchen à 10 ml gegeben und 5-10 Minuten bei 1000-1500 U/min zentrifugiert. Aus dem Sediment werden Präparate hergestellt und unter einem Mikroskop mit geringer Vergrößerung untersucht. Sie können den Präparaten 1-2 Tropfen Farbstoff (Lugol-Lösung oder 1-2%ige wässrige Lösung von Methylenblau) hinzufügen. Dadurch entsteht ein farbiger Hintergrund, der die Identifizierung von Schistosomeneiern erleichtert. Bei der Untersuchung von Kot mittels Sedimentationsmethode mischen Sie in einem konischen Glas mit einem Fassungsvermögen von 200 ml 1 g Kot mit 1–2 ml Lösungsmittel (50 %ige Glycerinlösung und isotonische Natriumchloridlösung im Verhältnis 1:1). Den Inhalt mit einem Lösungsmittel auf das Gefäßvolumen verdünnen und 20–30 Minuten ruhen lassen. Der Überstand wird verworfen und der Niederschlag unter dem Mikroskop untersucht.

Um die beste Konzentration zu erreichen, sollte der Niederschlag im Lösungsmittel resuspendiert werden, um eine Suspension zu erhalten, und diese 10 Minuten lang in einem konischen Becherglas stehen lassen. Das Sediment aus der unteren Schicht wird mit einer Pasteurpipette entnommen, 2 Tropfen auf einen Objektträger gegeben, mit einem Deckglas abgedeckt und unter dem Mikroskop untersucht. Bei der Ritchie-Sedimentationsmethode werden ca. 2 g Kot in einem Gefäß mit 10 ml isotonischer Natriumchloridlösung vermischt und in ein 15 ml Zentrifugenröhrchen gegeben. Das Reagenzglas wird verschlossen und 30 s lang geschüttelt. Der Stopfen wird entfernt und der Inhalt wird 2 Minuten lang bei 2000 U/min zentrifugiert. Nach der Zentrifugation wird der Überstand abgelassen, 10 ml einer 10 %igen Formaldehydlösung zum Sediment gegeben, gründlich gemischt und die Mischung 5 Minuten stehen gelassen. 3-4 ml Äther dazugeben, Reagenzglas mit einem Stopfen verschließen, schütteln, Stopfen entfernen und 2 Minuten zentrifugieren.

Detritus wird mit einem Applikator entfernt, die überstehende Mischung aus Formalin und Ether wird abgegossen, das Sediment aus der unteren Schicht wird mit einer Pasteurpipette entnommen und unter einem Mikroskop mit geringer Vergrößerung untersucht. Bei Bedarf werden quantitative Methoden zur Diagnose von Helminthiasen eingesetzt, um die Intensität der Invasion zu bestimmen. Diese Methoden ermöglichen die Beurteilung der Wirksamkeit der Entwurmung, die Bewertung der Wirkung verschiedener Anthelminthika und können auch als Kontrolle für laufende Massenbehandlungen und vorbeugende Maßnahmen dienen. Arbeiten mit Kot im Labor. Für die Untersuchung wird Kot portionsweise von verschiedenen Orten in Glas- oder Plastikbehälter, Paraffinbecher, entnommen, auf denen ein Etikett mit Name, Vorname, Vatersname, Alter und Adresse der untersuchten Person angebracht wird. Die Kotmenge sollte mindestens 1/4 Tasse betragen, denn... Kleine Kotportionen trocknen schnell aus und die darin enthaltenen Eier verformen sich. Darüber hinaus kann es notwendig sein, die Studie mit anderen Methoden zu wiederholen. Zu Forschungszwecken sollte der Kot innerhalb eines Tages an das Labor geliefert werden. nach dem Stuhlgang und wenn unmittelbar nach dem Stuhlgang auf Strongyloidiasis getestet wird.

Wenn das Material längere Zeit gelagert und transportiert werden muss, verwenden Sie Barbagallo-Flüssigkeit (8,5 g Kochsalz und 30 ml Formalin werden in 1000 ml Wasser gelöst) oder Shurenkova-Flüssigkeit (1900 ml einer 0,2%igen wässrigen Lösung von Natriumnitrat, 250 ml starke Lugol-Lösung, 300 ml unverdünntes Formalin, 25 ml Glycerin); oder Waschpulverlösungen: 1 %ige Lotuslösung oder 1,5 %ige Extralösung (im Gewichtsverhältnis von Kot und Waschpulverlösung 1:5). Nach den Tests wird das Geschirr desinfiziert: gekocht oder 5 Stunden in 5 %igen Lösungen von Phenol, Lysol, 2 % Kresollösung aufbewahrt. Bei der Erfassung der Testergebnisse werden die Namen der Helminthen nach der modernen Nomenklatur bezeichnet ( lateinischer Name). Am effektivsten sind immunologische Diagnosemethoden bei Helminthiasis, deren Erreger direkt im Gewebe leben oder in der frühen Phase ihrer Entwicklung über die Blutbahn wandern und innere Organe Eigentümer.

Verwenden allergische Reaktionen(Haut- und intradermaler Test) und immunologische Reaktionen: Ringpräzipitationsreaktion (RCR) zur Diagnose von Trichinose; Latexagglutination (RLA) mit Langzeitlagerungsdiagnostik zur Diagnose von Echinokokkose und Alveokokkose; indirekte Hämagglutination(RNGA) zur Diagnose von Echinokokkose, zerebraler Zystizerkose und der präimaginalen Phase der Askariasis; Immunfluoreszierende Antikörper (RIFA) zur Diagnose von Zystizerken und Trichinose; Mikropräzipitation an Larven (MPL) zur Diagnose von Nematoden (präimaginale Phase der Askariasis; Hakenwurmerkrankung, Trichinose); Enzymimmunoassay-Reaktion (IFR) zur Diagnose von Echinokokkose, Alveokokkose, Opisthorchiasis, Trichinose; Komplementfixierungsreaktion (CFR) zur Diagnose von Trichinose und Zystizerkose. Immunelektrophorese (RIEF) und Doppelgeldiffusionsreaktionen (DGD) werden ebenfalls verwendet.

Bibliographie: Berezantsev Yu.A. und Avtushenko E.G. Helminthologische skatologische Diagnostik, L., 1976; Leikina E.S. Die wichtigsten Helminthiasen des Menschen, S. 335, M., 1967; Einheitliche klinische Methoden Laborforschung, Hrsg. V. V. Menschikova, Bd. 4, S. 275, M., 1972.

Wenn Wurmeier auf verschiedenen Umweltobjekten (Boden, Wasser, Gemüse usw.) nachgewiesen werden, ist es immer notwendig, ihre Lebensfähigkeit anhand ihres Aussehens, der Anfärbung mit lebenswichtigen Farben, der Kultivierung unter optimalen Bedingungen und der Durchführung eines biologischen Tests zu bestimmen, d. h.

Fütterung an Versuchstiere.

Bestimmung der Lebensfähigkeit von Helmintheneiern oder -larven anhand des Aussehens. Wurmeier werden zunächst bei geringer, dann bei starker Vergrößerung mikroskopiert. Bei deformierten und toten Wurmeiern ist die Schale eingerissen oder nach innen gebogen, das Plasma ist trüb und locker. Bei segmentierten Eiern sind die Brechkugeln (Blastomere) ungleich groß, unregelmäßig geformt und oft zu einem Pol verschoben. Manchmal gibt es abnormale Eier, die sich trotz äußerer Missbildungen normal entwickeln. Bei lebenden Spulwurmlarven ist die feine Körnigkeit nur im mittleren Teil des Körpers vorhanden; beim Absterben breitet sich die Körnigkeit im ganzen Körper aus und es entstehen große glänzende hyaline Vakuolen – die sogenannten Perlenketten.

Um die Lebensfähigkeit reifer Eier von Spulwürmern, Peitschenwürmern und Madenwürmern zu bestimmen, sollten aktive Bewegungen der Larven durch leichtes Erhitzen des Arzneimittels (auf eine Temperatur von nicht mehr als 37 ° C) verursacht werden. Es ist bequemer, die Lebensfähigkeit von Spul- und Peitschenwurmlarven zu beobachten, nachdem sie aus der Eierschale isoliert wurden, indem man mit einer Präpariernadel oder einer Pinzette auf das Deckglas des Präparats drückt.

Bei invasiven Spulwurmlarven sieht man oft, wie sich am Kopfende eine Hülle ablöst, und bei Peitschenwurmlarven, die ihre Entwicklung im Ei abgeschlossen haben, ist an dieser Stelle bei starker Vergrößerung ein Mandrin zu erkennen. Bei toten Helminthenlarven ist unabhängig von ihrer Lage (im Ei oder außerhalb davon) Körperverfall zu beobachten. In diesem Fall wird die innere Struktur der Larve blockig oder körnig und der Körper wird trüb und undurchsichtig. Es gibt Vakuolen im Körper und Brüche an der Kutikula.

Die Lebensfähigkeit von Taeniiden-Onkosphären (Rinder-, Schweinebandwurm usw.) wird durch die Bewegung der Embryonen bestimmt, wenn sie Verdauungsenzymen ausgesetzt werden. Die Eier werden mit dem Magensaft des Hundes oder künstlichem Zwölffingerdarmsaft auf ein Uhrglas gelegt. Die Zusammensetzung des letzteren: Pankreatin 0,5 g, Natriumbicarbonat 0,09 g, destilliertes Wasser 5 ml. Uhrgläser mit Eiern werden für 4 Stunden in einen Thermostat bei 36-38 „C gestellt. Gleichzeitig werden lebende Embryonen von ihren Schalen befreit. Auch die Hüllen lebender Onkosphären lösen sich in angesäuertem Pepsin und in einer alkalischen Trypsinlösung nach 6–8 Stunden in einem Thermostat bei 38 °C auf.

Wenn Sie Taeniid-Eier in eine 1 %ige Lösung von Natriumsulfid oder eine 20 %ige Lösung von Natriumhypochlorid oder in eine 1 %ige Lösung von Chlorwasser bei 36–38 °C legen, werden reife und lebende Embryonen aus den Membranen freigesetzt nicht innerhalb eines Tages ändern. Unreife und tote Onkosphären schrumpfen oder schwellen an und nehmen stark zu und „lösen“ sich dann innerhalb von 10 Minuten bis 2 Stunden auf. Lebende Taeniidenembryonen bewegen sich auch aktiv in einer Mischung aus 1 %iger Natriumchloridlösung, 0,5 %iger Natriumbicarbonatlösung und Galle bei 36–38 °C.

Die Lebensfähigkeit des Scolex von Echinokokken wird bei geringer Erwärmung bestimmt. Dazu werden in Wasser gewaschene Skolex- oder Brutkapseln in einen Wassertropfen auf einen Glasobjektträger mit Loch gegeben, mit einem Deckglas abgedeckt und unter einem Mikroskop mit Heiztisch bei einer Temperatur von 38–39 °C untersucht. Wenn kein Heiztisch vorhanden ist, wird das Arzneimittel mit einer beliebigen Wärmequelle erhitzt. Gleichzeitig bewegen sich lebensfähige Skolexe aktiv, indem sie die Saugnäpfe zusammenziehen oder entspannen und den Rüssel verlängern und verkürzen. Wenn Sie den Skolex auf 0,5-1 % legen Wasserlösung Filicilene bei Raumtemperatur, dann werden alle lebensfähigen Skolexe schnell ausfallen und absterben. Nicht lebensfähige Skolexe werden nicht umgestülpt.

Die Lebensfähigkeit von Adolescaria fascioli, die auf Pflanzen und anderen Gewässerobjekten gesammelt wurde, wird überprüft, indem man sie auf einem Objektträger in physiologischer Lösung unter einem Mikroskop mit Heiztisch untersucht. Wenn die Trematodenlarven erhitzt werden, beginnen sie sich zu bewegen.

Die Lebensfähigkeit von Zwergbandwurmeiern wird durch die Position der Haken am Embryo bestimmt.

In lebenden Eiern des Zwergbandwurms kommt es zu trägen Pendelbewegungen des Protoplasmas und einem kaum wahrnehmbaren Auseinander- und Auseinanderbewegen der spitzen Enden des seitlichen Hakenpaares vom mittleren Paar zur Seite.

Kontraktionen des Protoplasmas des Embryos und der embryonalen Haken helfen dem Embryo, sich zunächst von den Membranen der Onkosphäre und dann von der äußeren Hülle des Eies zu befreien.

In einem lebenden Ei sind das mittlere und die seitlichen Hakenpaare parallel angeordnet; bei manchen Eiern liegen die Blätter der seitlichen Paare nahe beieinander und in einem Winkel von weniger als 45° zum mittleren Hakenpaar.

Der sterbende Embryo zieht sich krampfhaft zusammen und bewegt die Haken träge auseinander. Bei einem toten Embryo hört die Bewegung der Haken auf und sie sind ungeordnet angeordnet; manchmal werden die Haken seitlich des benachbarten Paares in einem rechten, stumpfen oder spitzen Winkel auseinander bewegt.

Manchmal wird eine Faltenbildung des Embryos und die Bildung von Granulationen beobachtet. Eine genauere Methode basiert auf dem Auftreten von Bewegungen der Onkosphäre während einer starken Temperaturänderung: von 5–10 bis 38–40 ° C.

Die Bestimmung der Lebensfähigkeit unreifer Nematoden sollte in einer feuchten Kammer (Petrischalen) untersucht werden, indem Spulwurmeier in eine 3 %ige Formaldehydlösung gelegt werden, die in einer isotonischen Natriumchloridlösung bei einer Temperatur von 24–30 °C zubereitet wird, Peitschenwurmeier in 3 %ige Salzsäurelösung bei einer Temperatur von 30–35 °C, Madenwurmeier in eine isotonische Natriumchloridlösung bei einer Temperatur von 37 „C. Petrischalen sollten zur besseren Belüftung 1-3 Mal pro Woche geöffnet und das Filterpapier erneut mit klarem Wasser benetzt werden.

Beobachtungen der Entwicklung von Wurmeiern werden mindestens zweimal pro Woche durchgeführt. Das Fehlen von Anzeichen einer Entwicklung innerhalb von 2-3 Monaten weist auf ihre Nichtlebensfähigkeit hin. Anzeichen für die Entwicklung von Wurmeiern sind zunächst die Zerkleinerungsstadien, bei denen der Inhalt des Eies in einzelne Blastomeren aufgeteilt wird. Am ersten Tag entwickeln sich bis zu 16 Blastomeren, die in das zweite Stadium übergehen – Morula usw.

Hakenwurmeier werden in einem Glaszylinder (50 cm hoch und 7 cm Durchmesser) kultiviert, der mit einem Stopfen verschlossen ist. Eine Mischung aus gleichen Volumina sterilem Sand, Holzkohle und Kot mit Hakenwurmeiern, mit Wasser zu einer halbflüssigen Konsistenz verdünnt, wird mithilfe eines Glasröhrchens vorsichtig auf den Boden des Zylinders gegossen. Während 1-2 Tagen im Dunkeln bei einer Temperatur von 25-30 °C schlüpfen aus den Eiern rhabditiforme Larven, die nach 5-7 Tagen fadenförmig werden: Die Larven kriechen an den Wänden des Zylinders hoch, wo sie sich befinden sogar mit bloßem Auge sichtbar. Die Eier von Trematoden wie Opisthorchiiden, Diphyllobothriiden, Fasciolae usw., die sich auf natürliche Weise in Wasser entwickeln, werden auf ein Uhrglas, eine Petrischale oder in ein anderes Gefäß gelegt und mit einer kleinen Schicht gewöhnlichem Wasser übergossen. Bei der Kultivierung von Fasciola-Eiern ist zu berücksichtigen, dass sie sich im Dunkeln schneller entwickeln, während Miracidien in lebenden Eiern bei einer Temperatur von 22-24 °C nach 9-12 Tagen gebildet werden. Bei der Mikroskopie sich entwickelnder Trematodeneier sind die Bewegungen des Miracidiums deutlich zu erkennen. Miracidium fasciola schlüpft nur im Licht aus der Eischale. Während der Kultivierung wird das Wasser nach 2-3 Tagen gewechselt.

Hakenwurm- und Strongyloidlarven werden auf Agar in einer Petrischale mit Tierkohle kultiviert. Nachdem sie sich 5–6 Tage lang in einem Thermostat bei einer Temperatur von 26–30 °C aufgehalten haben, kriechen die Larven über den Agar und hinterlassen eine Bakterienspur (Fulleborn-Methode).

Methode von Harada und Mori (1955). Geben Sie 7 ml destilliertes Wasser in die Reagenzgläser in einem Gestell. Nehmen Sie mit einem Holzstäbchen 0,5 g Kot und machen Sie einen Abstrich auf Filterpapier (15 x 150 mm) 5 cm vom linken Rand entfernt (dieser Vorgang wird auf einem Blatt Papier durchgeführt, um die Oberfläche des Labortischs zu schützen). Anschließend wird der Streifen mit dem Abstrich so in das Reagenzglas eingeführt, dass das linke, vom Abstrich freie Ende den Boden des Reagenzglases erreicht. Das obere Ende wird mit einem Stück Zellophan abgedeckt und mit einem Gummiband fest umwickelt. Auf dem Reagenzglas sind Nummer und Nachname der untersuchten Person vermerkt. In diesem Zustand werden die Röhrchen 8–10 Tage bei einer Temperatur von 28 °C gelagert. Um die Kultur zu untersuchen, entfernen Sie die Zellophanhülle und entfernen Sie einen Streifen Filterpapier mit einer Pinzette. Dabei ist Vorsicht geboten, da eine kleine Anzahl infektiöser Larven zum oberen Ende des Filterpapiers oder zur Seite des Röhrchens wandern und unter die Oberfläche des Zellophans eindringen kann.

Die Röhrchen werden für 15 Minuten in ein heißes Wasserbad mit einer Temperatur von 50 °C gestellt, anschließend wird der Inhalt geschüttelt und schnell in ein 15-ml-Reagenzglas gegossen, um die Larven zu sedimentieren. Nach der Zentrifugation wird der Überstand entfernt und das Sediment auf einen Glasobjektträger übertragen, mit einem Deckglas abgedeckt und bei geringer Vergrößerung mikroskopisch untersucht.

Für die Differentialdiagnose filariformer Larven müssen die in der Tabelle dargestellten Daten verwendet werden. 13.

Methoden zum Färben von Helmintheneiern und -larven. Abgestorbenes Gewebe nimmt Farben in den meisten Fällen schneller wahr als lebendes. Diese Merkmale werden in der Helminthologie verwendet, um die Lebensfähigkeit von Helmintheneiern und -larven zu bestimmen. In manchen Fällen werden einige Farben jedoch von lebendem Gewebe besser wahrgenommen als von totem.

Tabelle 13. Differentialdiagnose filarartiger Larven von A. duodenale, N. americanus, Strongyloides stercoralis, Trichostrongylus spp.

Zur differenzierten Erkennung lebender und toter Eier und Larven werden die folgenden Farben und Methoden verwendet.

Leukobase Methylenblau wird zum Färben von lebendem und totem Gewebe verwendet. Eine lebende Zelle oder ein lebendes Gewebe reduziert Methylenblau zu einer farblosen Leukobase; totes Gewebe verfügt nicht über diese Fähigkeit und nimmt daher Farbe an.

Zum Färben von Spulwurmeiern können Sie Methylenblau in einer Milchsäurelösung mit Ätzalkali (0,05 g Methylenblau, 0,5 g Natriumhydroxid, 15 ml Milchsäure) verwenden. Lebende Eier nehmen keine Farbe wahr; die Embryonen toter Eier werden blau.

Die Färbemethode ist nicht auf unreife Eier von Spulwürmern und Peitschenwürmern anwendbar; Die pigmentierte Schale ist gefärbt und daher ist nicht sichtbar, ob die Keimzelle im Ei gefärbt ist.

Die Färbung von Spulwurmlarven mit einer basischen Lösung von Brillantkresylblau-Farbe in einer Konzentration von 1:10.000 erfolgt wie folgt: Ein Tropfen Flüssigkeit mit Spulwurmeiern und ein Tropfen der basischen Farblösung werden auf einen Glasobjektträger aufgetragen. Das Präparat wird mit einem Deckglas abgedeckt, das unter leichtem Klopfen mit einer Präpariernadel fest an die Probe gedrückt wird. Die Anzahl der schlüpfenden Larven und der Grad ihrer Färbung werden unter einem Mikroskop beobachtet, wonach das gleiche Präparat nach 2-3 Stunden erneut untersucht wird. Nur unverformte Larven, die 2 Stunden lang nicht gefärbt wurden, gelten als lebend. Abgestorbene Larven werden gefärbt, wenn die Schale bricht (teilweise oder vollständig).

Bei der Bestimmung der Lebensfähigkeit von Vogelspulwurmeiern ist die Möglichkeit der Färbung von Präparaten mit Jodlösung angezeigt. In diesem Fall werden 5 % als Farbstoff verwendet. Alkohollösung Yoda. Wenn es auf das Präparat aufgetragen wird, verfärben sich die Embryonen toter Ascaridia-Eier innerhalb von 1-3 Sekunden orange. Abgestorbene Eier von Opisthorchis und Onkosphären von Rinderbandwürmern werden mit einer Lösung von Toluidinblau (1:1000) gefärbt, und tote Onkosphären von Rinderbandwürmern werden mit einer Lösung von Brillantkresylblau (1:10.000) gefärbt. Gleichzeitig nehmen die Embryonen und Schalen toter und lebender Eier Farbe an. Daher werden Eier und Onkosphären nach dem Färben in sauberem Wasser gewaschen und zusätzlich mit Safranin (1:10.000 verdünnt in einer 10 %igen Alkohollösung) gefärbt. Alkohol entfärbt die Schalen und Safranin verleiht ihnen eine rote Farbe. Dadurch werden lebende Eier rot, der Embryo toter Eier blau und die Schale bleibt rot. Abgestorbene Embryonen von Rinderbandwurm-Onkosphären werden schnell, innerhalb weniger Minuten, mit Safranin leuchtend rot oder rosa oder mit Brillantkresylblau in einer Verdünnung von 1:4000 oder mit Indigokarmin in einer Verdünnung von 1:1000–1:2000 blau gefärbt.

Lebende Embryonen verändern sich unter dem Einfluss dieser Farbstoffe auch nach 2-7 Stunden nicht.

Um die Lebensfähigkeit von Zwergbandwurmeiern zu bestimmen, wird die Verwendung der folgenden Farben empfohlen: 1) Brillantes Kresylblau (1:8000) – nach 1 Stunde wird die Onkosphäre toter Eier besonders hell gefärbt, was sich deutlich vom Blassen abhebt oder farbloser Hintergrund des restlichen Eies; 2) Safranin: 1:8000 verdünnt mit 2-stündiger Einwirkung und 1:5000 3-5 Stunden lang; 3) 50%ige Lösung von Pyrogallussäure in einer Verdünnung von 1:2 – bei 1-stündiger Einwirkung einer Temperatur von 29–30 °C (je niedriger die Temperatur, desto länger dauert der Färbeprozess).

Lebende Plerocercoide des Bandwurms lassen sich sehr gut mit einer wässrigen Lösung (1:1000) von Neutralrot für 5–20 Minuten anfärben. Um eine anhaltende rosa Farbe zu erhalten, die nicht innerhalb von 5 Tagen verschwindet und die Motilität der Plerocercoide nicht beeinträchtigt, reichen normalerweise 10 Minuten aus. Der Grad der Färbung wird kontrolliert, indem die Larven in einer reinen isotonischen Natriumchloridlösung betrachtet werden. Zu diesem Zweck werden die Plerocercoide regelmäßig aus der Farbe entfernt. Zur Färbung abgestorbener Plerocercoide empfiehlt sich die Verwendung von Methylenblau.

R. E. Chobanov et al. (1986) schlugen eine Methode zur Bestimmung der Lebensfähigkeit von Helmintheneiern und -larven unter Verwendung des Pigments „Rubrin“, das durch Kultivierung des Schimmelpilzes Peniciliium rubrum gewonnen wird, als Farbstoff vor. Verwenden Sie dazu eine 3%ige wässrige Farbstofflösung.

Das Färben von Eiern und Larven ist nach 1,5 Stunden abgeschlossen. Nicht lebensfähige Eier von Madenwürmern, Rinder- und Zwergbandwürmern, Hakenwürmern und Trichostrongyliden erhalten eine intensive rosa Farbe, Hakenwurm- und Trichostrongylidlarven werden rot. Bei den Eiern von Spulwürmern und Peitschenwürmern ist eine weniger helle Farbe zu beobachten, da sie bei der Freisetzung aus dem Darm bereits eine dunkelbraune Farbe aufweisen: Lebensfähige Eier und Larven sind nicht gefärbt.

Physikalisch-chemische Methoden zur Stimulierung der Miraculid-Freisetzung aus Trematoden-Eiern. Methoden wurden von S.M. German und S.A. Beer (1984) entwickelt, um die Lebensfähigkeit von Opisthorchid- und Dicrocelium-Eiern zu bestimmen, indem die Eier einem Reaktionsmedium ausgesetzt werden. Wenn sie am Leben sind, wird das Miracidium freigesetzt. Die Methoden basieren auf der physikalisch-chemischen Aktivierung der Miracidium-Brutdrüse und der Stimulation der motorischen Aktivität der Larve. Die Stimulation wird erreicht, indem Trematodeneier einem speziellen Reaktionsmedium in Kombination mit aufeinanderfolgenden Techniken ausgesetzt werden – Erzeugen eines Temperaturunterschieds, Trocknen einer Eiersuspension, Einwirken eines schwachen Flüssigkeitsflusses im Testtropfen, die zur massiven Freisetzung von Miracidien beitragen die Eier.

Bestimmung der Lebensfähigkeit von Opisthorchideiern nach der Methode von Herman und Beer. Eine Suspension von Eiern in Wasser (Leitungswasser, abgesetzt) ​​wird auf 10-12 °C vorgekühlt. Alle weiteren Vorgänge werden bei Raumtemperatur (18–22 °C) durchgeführt. Ein Tropfen (ca. 0,05 ml) einer Suspension mit 100–400 Eiern wird in ein Zentrifugenröhrchen gegeben. Die Röhrchen werden für 5–10 Minuten in ein Gestell gestellt, um die Eier sedimentieren zu lassen. Anschließend saugen Sie mit einem schmalen Streifen Filterpapier vorsichtig überschüssiges Wasser ab, bis es vollständig entfernt ist. Geben Sie 2 Tropfen Medium in das Reagenzglas, schütteln Sie es, übertragen Sie den Inhalt mit einer Pipette auf einen Glasobjektträger und lassen Sie es 5–10 Minuten lang unter leichtem Schütteln stehen (oder legen Sie es unter einen Haartrockner), um schwache Flüssigkeitsströme im Testtropfen der Suspension zu erzeugen . Dieser Vorgang, der die Peristaltik des Weichtierdarms imitiert, ermöglicht es, die Freisetzung von Miracidien zu aktivieren. Anschließend werden der Suspension noch 2 Tropfen des Mediums zugesetzt und anschließend das Präparat mit einem herkömmlichen Lichtmikroskop (X200) mikroskopiert. Während dieser Zeit sollte sich der Deckel von Eiern mit lebensfähigem Miracidium öffnen und die Larve aktiv in die Umwelt schlüpfen. Dank des darin enthaltenen Ethanols wird das Miracidium nach 3–5 Minuten immobilisiert und dann mit einem im Medium enthaltenen Farbstoff angefärbt. Dadurch können Mirazidien leicht erkannt und gezählt werden.

Vorbereitung des Reaktionsmediums. Das Medium wird in 0,05 M Tris-HCi-Puffer bei optimalen pH-Bedingungen von 8,0–9,5 hergestellt. Dem Puffer werden bis zu 10–13 % Ethanol und ein Farbstoff (Safranin, Methylenblau und andere, die im pH-Bereich arbeiten) zugesetzt, bis die Flüssigkeit leicht gefärbt ist (bei Safranin beträgt die Endkonzentration beispielsweise 1:50.000). Sie können einen anderen Puffer verwenden, der im alkalischen pH-Bereich funktioniert, beispielsweise 0,05 M Phosphat (pH 8,5). Daher enthält das Medium 96 % Ethanol – 12 Teile; Farbstoff (Mutterlösung) - 1-10 Teile; 0,05 M Tris-NS! Puffer (pH 8,5-9,5) - bis zu 100 Teile. Beispiel eines Mediums: 12 Teile 96 %iges Ethanol, 1 Teil einer gesättigten Safraninlösung, der Rest bis zu 100 Teile – 0,05 M Tris-HCl-Puffer, pH 9,5.

Bestimmung der Lebensfähigkeit von Dikrocelium-Eiern nach der Methode von Herman, Beer, Stratan. Ein Suspensionstropfen mit 100–150 Trematodeneiern wird 1–2 Minuten lang in ein Zentrifugenröhrchen gegeben, um die Eier zu sedimentieren. Anschließend wird die Flüssigkeit vorsichtig mit einem Filterpapierstreifen getrocknet. 1-2 Tropfen des Reaktionsmediums mit einer Pasteurpipette hinzufügen und 2-3 Minuten in einem Wasserbad bei 28-30 °C inkubieren. Mediumzusammensetzung: 6 Teile Butanol, 94 Teile 0,4 %ige Natriumchloridlösung oder 0,3 %ige Kaliumchloridlösung in destilliertem Wasser. Die Eier im Medium werden mit einer Pipette auf einen Glasobjektträger übertragen und 1,5 bis 2 Stunden bei Raumtemperatur (18 bis 22 °C) belassen, wobei alle 25 bis 30 Minuten (während sie trocknen) 1 bis 2 Tropfen (0,05) hinzugefügt werden , ml) Butanollösung in destilliertem Wasser. Anschließend wird das Präparat unter dem Mikroskop bei 100-200-facher Vergrößerung untersucht. Die Lebensfähigkeit wird durch die Anzahl der geöffneten Eier mit freigesetzten Miracidien bestimmt. Butanol dringt durch die Poren der Eierschale ein, gelangt zu den Miracidien und aktiviert diese. Die Inkubation bei der angegebenen Temperatur verstärkt diesen Prozess. Butanol in einer Konzentration von 3-7 % ist schädlich für das aus dem Ei austretende Miracidium. Durch die Übertragung einer Eisuspension aus einem Reagenzglas auf einen Glasobjektträger kann die Butanolkonzentration aufgrund der Verflüchtigung bis zur Freisetzung des Miracidiums (nach 30–40 Minuten) auf ein sicheres Niveau (1,5–0,5 %) reduziert werden. Das Vorhandensein von Natriumchlorid in einer Konzentration von 0,1–0,5 % (oder Kaliumchlorid in einer Konzentration von 0,05–0,4 %) im Medium bestimmt die Aktivität des freigesetzten Miracidiums. Im Gegensatz zu den kleinen transparenten Eiern von Opisthorch haben Dicrocelium-Eier eine dunkel gefärbte Schale; sie haben eine deutlich sichtbare Kappe, die sich öffnet, nachdem das Miracidium schlüpft. Daher ist es bequemer, die Lebensfähigkeit von Dikrocelium-Eiern durch Zählen der geöffneten Eier zu beurteilen, als durch Färben und Zählen von Miracidien.

Lumineszenzmethode zur Untersuchung von Helmintheneiern und -larven.

Zum ersten Mal in der helminthologischen Praxis wurden 1955 Methoden der Fluoreszenzmikroskopie eingesetzt. Es wurde berichtet, dass die Fluoreszenzmikroskopie die Unterscheidung zwischen lebenden und toten Objekten ermöglicht, ohne das Ei zu beschädigen. Für die Fluoreszenz wurden nicht UV-Strahlen, sondern der blauviolette Teil des sichtbaren Lichts verwendet, mit einem herkömmlichen Mikroskop und Glasobjektträgern; Für den OI-18-Illuminator wurde ein spezieller Satz Farbfilter verwendet.

Es wurde festgestellt, dass lebende und tote Eier von Spulwürmern, Madenwürmern, Zwergbandwürmern, Rinderbandwürmern, Breitbandwürmern und anderen Helminthen unterschiedlich fluoreszieren. Dieses Phänomen wird sowohl bei der Primärlumineszenz ohne Verwendung von Farbstoffen als auch bei Anfärbung mit Fluorochromen (Acridinorange, Coryphosphin, Primulin, Aurolin, Berlerinsulfat, Trypaflavin, Rivanol, Chinin usw.) beobachtet.

Ungefärbte, lebende, unsegmentierte Spulwurmeier leuchten hellgrün mit einer gelblichen Tönung; Bei toten Eiern strahlt die Schale ein grünes Licht aus, das viel heller ist als die dunkelgrüne Embryonalschale; Bei Spulwurmeiern mit einer Larve ist nur die Schale sichtbar, bei toten Eiern sind sowohl die Schale als auch die Larve leuchtend gelb.

Unpigmentierte und unsegmentierte lebende Eier von Madenwürmern und Zwergbandwürmern strahlen ein grünlich-gelbes Licht aus; Bei toten Eiern leuchtet die Schale intensiv vor dem Hintergrund einer dunkelgrünen embryonalen Masse. Bei sekundärer Lumineszenz (bei Anfärbung mit Acridinorange in einer Verdünnung von 1:10.000 und 1:50.000 für 30 Minuten bis 2 Stunden) luminesziert die Hülle lebender und toter Nematoden, Trematoden und Cestoden unterschiedlich.

Die Schale lebender und toter Ascaris lumbricoides, Toxocara leonina, Enterobius vermicularis, Hymenolepis nana, H.fraterna, H. diminuta, T.saginatus, D.latum ist orangerot gefärbt. Embryonen lebender Asc. Lumbricoides-, T.leonina-, H.diminuta-, D.latum- und Rinderbandwurm-Onkosphären fluoreszieren in einer matten dunkelgrünen oder graugrünen Farbe. Die toten Embryonen dieser Wurmeier strahlen ein „brennendes“ orangerotes Licht aus. Lebende Larven von Madenwürmern und Toxocara (von Eierschalen befreit) strahlen ein schwaches graugrünes Licht aus; wenn sie sterben, ändert sich die Farbe vom Kopfende zu einem „brennenden“ Hellgrün, dann zu Gelb, Orange und schließlich zu leuchtendem Orange.

Bei Anfärbung mit Fluorochromen (Coryphosphilus, Primulin) zeigen die toten Eier von Spulwürmern und Peitschenwürmern einen Schimmer von lila-gelb bis kupferrot. Lebensfähige Eier leuchten nicht, sind aber dunkelgrün gefärbt. Lebende Eier der Trematoden Paragonimus westermani und Clonorchis sinensis leuchten nicht, wenn sie mit Acridinorange gefärbt werden, tote Eier strahlen jedoch ein gelblich-grünes Licht aus.

Mit der Lumineszenzmethode kann auch die Lebensfähigkeit von Helminthenlarven bestimmt werden. So leuchten Strongylat- und Rhabditatus-Larven, die mit einer Lösung von Acridinorange (1:2000) fluorochromiert wurden: Lebende – grün (mit einem Farbton), tote – mit einem hellen orangefarbenen Licht. Lebende Trichinella-Larven leuchten nicht oder nur schwach, wenn sie 10 Minuten lang mit Lösungen aus Fluoresceinisothiocyanat, Auramin usw. behandelt werden. Fluorochromierte tote Larven (in einer Konzentration von 1:5000) leuchten hell.

Lebende Miracidien, die aus der Schale schlüpfen, strahlen ein schwaches bläuliches Licht mit einer kaum wahrnehmbaren hellgelben Flimmerkrone aus, aber 10–15 Minuten nach dem Tod erscheinen sie mit einem hellen „brennenden“ hellgrünen und dann orangeroten Licht.

Vor der Durchführung von Behandlungs- und Vorbeugungsmaßnahmen für bestimmte Helminthiasis bei Nutz- und Nutztieren ist es notwendig, rechtzeitig eine genaue Diagnose der Krankheit zu stellen. Es gibt zwei Gruppen von Methoden zur Diagnose von Helminthiasis – intravital und postmortal. Darüber hinaus muss man zwischen Helminthiasis und anderen invasiven und infektiösen Erkrankungen unterscheiden können.

Intravitale Diagnose einer Helminthiasis

Basierend auf den Ergebnissen wird die Diagnose einer Helminthiasis während des Lebens von Tieren gestellt Labormethoden Forschung und diagnostische Entwurmung (direkte Methoden) sowie immunbiologische Reaktionen (indirekte Methoden). Eine unterstützende Rolle bei der Diagnose von Helminthiasen spielen Daten aus Studien an Zwischenwirten (für Biohelminthiasis), klinischen und epizootologischen Beobachtungen. Die wichtigsten diagnostischen Methoden sind Labortests, die häufig den Nachweis von Helminthiasis-Erregern oder deren Eiern und Larven in Ausscheidungen (Kot, Urin, Sputum), Sekreten (Galle), Geweben (Blut, Muskeln), Organen (Hautstücken) ermöglichen der Inhalt von Punktaten und Abszessen.

Labormethoden zur Diagnose von Helmintheninfektionen bei Tieren sind einfach durchzuführen und recht genau und werden daher häufig eingesetzt Produktionsbedingungen(in Veterinärlaboren und anderen veterinärmedizinischen Einrichtungen). Je nach Verwendungszweck wird die Laborforschung in helminthoskopische, helminthoskopische und helminthoskopische Forschungsmethoden unterteilt.

Helmintholarvoskopische Methoden Die Forschung dient dem Nachweis von Helminthenlarven (Dictyocaulus, Mulleria usw.). In dieser Gruppe wird häufig die Untersuchung von Kot mit den Methoden Berman-Orlov und Vaid verwendet.

Helminthoskopisch oder makrohelminthoskopisch Untersuchungen werden zu diagnostischen Zwecken verwendet, um nach außen freigesetzte Helminthen oder deren Fragmente (Nestsegmente) zu erkennen. IN praktische Bedingungen Mit dieser Methode wird eine Diagnose von Askariasis bei Schweinen, Drepanidoteniasis bei Gänsen und anderen Helminthiasen gestellt.

Von den Labormethoden zur Diagnose von Helminthiasen bei Tieren die meisten praktische Bedeutung haben: a) helminthokoprologische Studien (Kotuntersuchung); b) Untersuchung von Sekreten aus anderen Organen; c) Gewebeuntersuchung.

Helminthokoprologische Studien

Für die gleichen Zwecke wurde eine spezielle Vorrichtung vorgeschlagen, die aus Stahlbacken, Übergangszweigen und zwei an den Zweigen befestigten halbkugelförmigen Oberflächen besteht. Die Entnahme von Kot aus dem Rektum von Tieren mit diesem Gerät erleichtert die Arbeit des Veterinärpersonals und verbessert den Produktionsstandard dieser Manipulation.

Bei Kaninchen wird der Kot in der Menge mehrerer Kugeln durch Drücken auf die Bauchdecke im Rektumbereich entfernt. Manchmal ist es akzeptabel, Kotproben vom Boden zu entnehmen, wenn diese frisch sind und Sie wissen, von welchem ​​Tier sie stammen. Einem Tier werden mindestens 10-20 g Kot entnommen. Von Vögeln, Pelztieren, Hunden, Katzen und wilden Raubtieren (in Zoos) wird der Kot vom sauberen Boden der Käfige gesammelt (Gruppenproben).

Alle Kotproben sind beschriftet: Am Rand des Beutels oder Blattes Papier (wo es nicht mit Exkrementen in Berührung kommt) ist mit Bleistift die Probennummer (manchmal der Name der Kühe) geschrieben. Zu den Kotproben gehört ein Inventar, das den Namen des Betriebs, das Team, die Art, das Geschlecht und das Alter der Tiere (bei Erwachsenen Name oder Inventarnummer) sowie das Datum der Probenahme enthält. Es empfiehlt sich, im Begleitdokument den Zweck der Stuhluntersuchung anzugeben (z. B. zur Überwachung der durchgeführten Entwurmung). Es muss versucht werden, Stuhlproben schnell an das Veterinärlabor zu liefern und unverzüglich zu untersuchen, da bei Raumtemperatur nach 16 bis 20 Stunden Larven aus den Eiern von Darm-Strongylen schlüpfen, was die Diagnose von Dictyokaulose und Protostrongylidose erschwert sowie andere Helmintheninfektionen.

Werden Stuhlproben am Tag der Entnahme nicht untersucht, werden sie in einem Kühlschrank oder Keller bei einer Temperatur von nicht mehr als 10°C aufbewahrt. Desinfektionsmittel Stoppen Sie nicht die Entwicklung von Larven in Wurmeiern. Die Ergebnisse der Stuhluntersuchung werden in einem speziellen Journal festgehalten.

Ausrüstung für die helminthokoprologische Forschung. Die Zuverlässigkeit helminthenkoprologischer Studien hängt maßgeblich von der Qualität der Laborausrüstung ab. Im Jahr 1968 wurde in der Ukraine eine Reihe von Standardgeräten für Massentests von Kot auf Helmintheninfektionen entwickelt. Es besteht hauptsächlich aus schlagfestem Polystyrol in zwei Farben, das leicht zu waschen und zu neutralisieren (kochfest) ist und zudem bequem zu transportieren ist. Im Set sind Tassen enthalten verschiedene Kapazitäten, Trichter, konische Reagenzgläser, Siebe unterschiedlicher Größe, ein Ständer mit fünf Lamellen (für jeweils sechs Trichter), Küvetten (je nach Ständergröße), Boxen zur Aufbewahrung von Geschirr sowie Gummibirnen, Glasstäbe und Metall Schleifen (Abb. 1).

Im Gegensatz zu den bisher verwendeten heterogenen Geräten erhöht das neue Set die Effizienz von Laboruntersuchungen von Kot und die Arbeitsproduktivität von Veterinärmedizinern, ermöglicht ein breiteres Spektrum quantitativer helminthen-koprologischer Studien mit standardisierten Methoden (Entwurmungskontrolle) und verbessert ästhetische Seite diese Arbeit.

Es gibt Qualität und Quantitative Methoden Stuhluntersuchungen.

Qualitative helminthokoprologische Studien

Qualitative Forschungsmethoden ermöglichen es festzustellen, mit welchen Helminthen Tiere infiziert sind.

Helminthoovoskopische Methoden. Für die intravitale Diagnose von Helmintheninfektionen wurde eine Vielzahl von Helminthen-Ovoskopie-Methoden vorgeschlagen, von denen wir nur diejenigen berücksichtigen, die in der tierärztlichen Praxis häufiger eingesetzt werden.

Die meisten helminthokoprologischen Diagnosemethoden basieren auf dem Unterschied im spezifischen Gewicht von Eiern, Helminthenlarven oder deren Fragmenten einerseits und der Flüssigkeit, in der der untersuchte Kot suspendiert ist, andererseits. Je nach Verhältnis der spezifischen Gewichte dieser Komponenten werden Flotation, Sedimentation und kombinierte Verfahren unterschieden.

Flotationsmethoden. Bei Flotationsverfahren werden Flüssigkeiten (gesättigte Salzlösungen) verwendet, deren spezifisches Gewicht größer ist als das Gewicht der Wurmeier. In der Laborpraxis ist die am weitesten verbreitete Lösung eine gesättigte Kochsalzlösung (spezifisches Gewicht 1,18). Um eine solche Lösung herzustellen, wird Natriumchlorid unter Rühren nach und nach in einen Topf mit kochendem Wasser gegeben, bis sich am Boden ein kleiner Bodensatz bildet (ca. 400 g Kochsalz pro 1 Liter Wasser). Die heiße Lösung wird durch mehrere Lagen Gaze oder Watte in eine Flasche filtriert und nach dem Abkühlen verwendet (am Boden der Flasche sollte sich ein kristalliner Niederschlag bilden).

Weniger häufig verwenden Veterinärlabors gesättigte Lösungen von Magnesiumsulfat mit einem spezifischen Gewicht von 1,35 (920 g pro 1 l). heißes Wasser), Natriumhyposulfit mit einem spezifischen Gewicht von 1,37 bis 1,41, abhängig von der Temperatur Umfeld(1750 g pro 1 Liter heißes Wasser) und Natriumnitrat mit einem spezifischen Gewicht von 1,4 (Verhältnis von Nitrat zu heißem Wasser 1:1).

Fulleborn-Methode zeichnet sich durch einfache Implementierung aus und hohe Effizienz für die meisten Nematoden und Cestodiasen von Tieren und steht daher unter den anderen helminthokoprologischen Diagnosemethoden an erster Stelle. Geben Sie 3-5 g Kot in einen Glas-, Styropor- oder Plastikbecher mit einem Fassungsvermögen von 50-100 ml und geben Sie unter Rühren mit einem Glasstab nach und nach eine gesättigte Kochsalzlösung (Natriumchlorid) in einer Menge von 15-10 ml hinzu. 20 Teile Flotationsflüssigkeit pro Teil Kot. Dichter Schafskot kann zunächst zermahlen werden eine kleine Menge Salzlösung in einen Porzellanmörser geben, anschließend die Suspension in ein Glas gießen und hinzufügen erforderliche Menge Natriumchloridlösung. Aufschwimmende größere Partikel werden sofort mit einem Stäbchen entfernt und es empfiehlt sich, die Fäkaliensuspension durch ein Sieb in ein anderes Glas zu filtern (manchmal werden auch Milchsiebe verwendet). Nach 45–60-minütigem Absetzen der geladenen Probe werden drei Tropfen des Oberflächenfilms mit einer Metallschlaufe entnommen, auf einen Glasobjektträger gegeben und ohne Deckglas mikroskopisch untersucht. Nach jedem Test werden die Schleifen in einem Glas Wasser gewaschen (anstatt sie in einer Alkohollampe zu verbrennen, wie in einigen Handbüchern empfohlen).

Kalantaryan-Methode- eine modifizierte Fulleborn-Methode. Als Flotationsflüssigkeit wird eine gesättigte Natriumnitratlösung verwendet. Die Absetzzeit der Suspension beträgt 15–30 Minuten. Wird zur Diagnose von Akanthozephalose verwendet.

Niederschlagsmethoden. Bei Sedimentationsmethoden werden Flüssigkeiten verwendet, deren spezifisches Gewicht geringer ist als das spezifische Gewicht der Eier.

Sequentielles Waschverfahren. Eine kleine Menge Kot (5 g) wird in einem Glas mit der 10-fachen Menge Wasser verrührt. Die Mischung wird in ein großes Glas filtriert und mit Wasser versetzt. Anschließend lässt man das Filtrat 5 Minuten stehen. Anschließend wird die oberste Flüssigkeitsschicht abgelassen oder mit einer Spritze abgesaugt, bis sich ein Bodensatz bildet; Geben Sie die gleiche Menge Wasser zum Niederschlag, mischen Sie und lassen Sie es erneut 5 Minuten lang stehen. Diese Manipulationen werden wiederholt, bis die oberste Flüssigkeitsschicht im Glas klar ist. Die Flüssigkeit wird ein letztes Mal abgelassen, der Niederschlag auf Glas oder in eine bakteriologische Schale aufgetragen und unter dem Mikroskop untersucht. Diese Methode wird häufig zur Diagnose der meisten Trematoden und Akanthozephalose eingesetzt.

Gorshkov-Methode basiert auf dem Prinzip der Sedimentation und anschließenden Konzentration der Wurmeier. 150–300 g Pferdekot werden auf einem Metallsieb oder Gaze in einen großen Glastrichter mit einem Durchmesser von oben 15–20 cm gegeben und ein 10–15 cm langer Gummischlauch mit einer Klemme am Ende aufgesteckt unteres Ende des Trichters. Der Kot wird aufgelockert und nach oben geschüttet warmes Wasser. Der Kot wird 4 Stunden bis zu einem Tag im Trichter aufbewahrt, danach wird die Klemme vorsichtig geöffnet, ein Teil der Flüssigkeit in Zentrifugenröhrchen abgelassen und 3 Minuten lang zentrifugiert. Anschließend wird die Flüssigkeit abgelassen und das Sediment unter dem Mikroskop untersucht. Diese Methode wird zur Diagnose von Drageiose und Habronematose bei Pferden eingesetzt.

Kombinierte Methoden. Sie basieren auf dem Prinzip der Sedimentation und Flotation von Wurmeiern und sind daher im Vergleich zu früheren Forschungsmethoden wirksamer. Aufgrund ihrer Komplexität sind diese Methoden im industriellen Umfeld nur relativ begrenzt anwendbar.

Liebling-Methode. Eine kleine Menge Kot (3–5 g) wird in einem Glas mit 20–30 ml Wasser verrührt, die Mischung in Zentrifugenröhrchen filtriert und 1–2 Minuten zentrifugiert, danach wird die oberste Flüssigkeitsschicht abgelassen und Dem Sediment wird eine Mischung aus gleichen Teilen Glycerin und Speisesalz zugesetzt. Die Mischung in den Reagenzgläsern wird ein zweites Mal geschüttelt und zentrifugiert. Die an der Oberfläche schwimmenden Eier werden zusammen mit dem Suspensionsfilm mit einer Drahtschlinge entnommen, auf einen Objektträger abgeschüttelt und unter dem Mikroskop untersucht. In Abwesenheit von Glycerin kann der Kot vor der sekundären Zentrifugation mit einer gesättigten Natriumchloridlösung gemischt werden.

Shcherbovich-Methode. Die Technik zur Stuhluntersuchung ähnelt der vorherigen Methode. Der Unterschied besteht darin, dass dem Sediment vor der Sekundärzentrifugation eine gesättigte Lösung von Natriumhyposulfit zugesetzt wird (bei Makrakanthorhynchose bei Schweinen) oder Magnesiumsulfat(). Im Vergleich zur Darling-Methode ist diese Methode effektiver.

Flotations-Sedimentationsmethode von Demidov Empfohlen für die Diagnose von Faszioliasis sowie anderen Trematoden bei Wiederkäuern. Kotprobe (3 g vom Schaf und 5 g vom Rind). Vieh) wird in ein Glas mit einem Fassungsvermögen von 200 ml gegeben und mit einer gesättigten Kochsalzlösung bis zum Rand hineingegossen und mit einem Glasstab gründlich gerührt, danach lässt man die Suspension 15–20 Minuten stehen. An der Oberfläche schwimmende grobe Partikel werden mit einer Papierschaufel entfernt und die überstehende Flüssigkeit mit einer Spritze abgesaugt (bei der Untersuchung). große Menge Probenflüssigkeit kann abgelassen werden), am Boden verbleiben 20-30 ml Sediment. Fügen Sie dem Sediment Wasser bis zur vollen Glasmenge hinzu und rühren Sie gründlich um. Die Mischung wird durch ein Käsetuch oder ein Metallsieb in ein normales Glas filtriert und 5 Minuten stehen gelassen. Die überstehende Flüssigkeit wird abgesaugt, am Boden verbleiben 15–20 ml Sediment, das in ein konisches Glas überführt, in einem normalen Glas gespült und in ein kleines gegossen wird. Die Suspension lässt man 3–5 Minuten in einem konischen Becher absetzen und saugt anschließend die Flüssigkeit ab (dieser Vorgang wird wiederholt). Das geklärte Sediment wird auf einen Objektträger übertragen und unter dem Mikroskop untersucht. Diese Methode effektiver als die Methode sequentielles Waschen.

Helmintholarvoskopische Methoden. Berman-Orlov-Methode. Um den Kot zu untersuchen, verwenden Sie ein Gerät bestehend aus einem mittelgroßen Trichter (Kunststoff, Styropor oder Glas), einem Gummischlauch (10-15 cm lang), der am oberen Ende mit dem Trichter verbunden ist, und einer am unteren Ende des Gummischlauchs befestigten Klemme , ein Metallsieb oder ein Stück Gaze und ein Stativ (für ein oder mehrere Geräte). Das montierte Gerät wird mit warmem Wasser (35-38°) gefüllt. 10-15 g frischer Kot werden auf ein Sieb gegeben oder in Gaze gewickelt und vorsichtig in einen Trichter abgesenkt. Der Kot von Schafen wird 2–4 Stunden lang im Gerät aufbewahrt, der von Kälbern mindestens 6–7 Stunden lang. Dann wird die Klemme am Röhrchen gelöst und die auslaufende Flüssigkeit in einem Reagenzglas gesammelt und 2-3 Minuten lang zentrifugiert. Anschließend wird die oberste Flüssigkeitsschicht durch schnelles Umdrehen des Reagenzglases abgelassen und die am Boden verbleibende Flüssigkeit auf einen Glasobjektträger übertragen und unter dem Mikroskop untersucht. Die Verwendung von Klemmen an einem Gummischlauch im Baermann-Gerät ist mit Unannehmlichkeiten verbunden, daher werden in vielen Veterinärlabors die unteren Enden der Gummischläuche direkt mit kleinen Reagenzgläsern verbunden. Vor der Untersuchung des Sediments unter dem Mikroskop wird die Flüssigkeit nicht zentrifugiert.

Der Kot von Wiederkäuern kann (insbesondere unter Expeditionsbedingungen) mit der vereinfachten Methode der Helminthenlarvoskopie (ohne Verwendung von Trichtern) auf Lungennematoden untersucht werden. Zu diesem Zweck werden kleine halbkonische Becher (50 ml) verwendet. Stuhlproben werden in Siebe gegeben oder in Gaze eingewickelt und in Tassen mit Wasser gestellt. Nach einigen Stunden wird der Kot entfernt, die Flüssigkeit aus dem Becher abgesaugt oder abgelassen und der Bodensatz unter dem Mikroskop untersucht.

Vaids Methode. Mehrere Kotbälle von kleinen Wiederkäuern werden in eine bakteriologische Schale oder auf ein Uhrglas gelegt und mit einer kleinen Menge angefeuchtet warmes Wasser. Nach 10–20 Minuten wird der Kot entfernt und die verbleibende Flüssigkeit unter einem Mikroskop mit geringer Vergrößerung untersucht. Die Wirksamkeit dieser Methode ist im Vergleich zur vorherigen Methode deutlich geringer und wird daher seltener zur Diagnose von Dictyokaulose und Protostrongylidose bei Schafen eingesetzt.

Methode zur Differentialdiagnose der Strongylatose anhand infektiöser Larven. Die Erreger der meisten intestinalen Strongylatose haben nahezu die gleiche Eistruktur, daher kann mit der Helminthoovoskopie nur eine Gruppendiagnose gestellt werden (z. B. Strongylatose).

Um mehr zu etablieren genaue Diagnose(Allgemeine) Veterinärlabore legen manchmal eine Kultur invasiver Strongylatlarven an. Etwa 5 g Kot werden in eine bakteriologische Schale gegeben, mit einem Deckel verschlossen und eine Woche lang in einen Thermostat bei einer Temperatur von 25–30° gestellt. Anschließend werden Kot mit Larven nach der Berman-Orlov-Methode untersucht (zur Isolierung infektiöser Larven aus Kot).

Infektiöse Larven verschiedener Darm-Strongylat-Gattungen unterscheiden sich in der Körpergröße, der Struktur des kaudalen Endes der Kappe und in der Anzahl der Darmzellen. Ösophagostoma-Larven sind beispielsweise größer (bis zu 1 mm lang), das fadenförmige Schwanzende der Kappe ist lang und der Darm hat 20–32 Zellen; Hämonchenlarven sind mittellang (ca. 0,8 mm), mit einem fadenförmigen Schwanzende der Kappe, der Darm hat 16 Zellen.

Das regelmäßige Waschen und Absetzen des Kots wird wiederholt, bis die oberste Schicht klar ist. Die oberste Flüssigkeitsschicht wird ein letztes Mal abgelassen und das Sediment in kleinen Portionen in Küvetten mit schwarzem und weißem Boden untersucht. Die entdeckten Helminthen werden mit Pinzetten, Präpariernadeln und Bürsten gesammelt, unter dem Mikroskop untersucht und anschließend in eine Konservierungsflüssigkeit überführt. Um kleine Nematoden zu identifizieren, wird das Sediment abschnittsweise mit einer Fernglas- oder Stativlupe mit 10-20-facher Vergrößerung weiter untersucht.

Quantitative helminthenkoprologische Studien

Standardisierte Fulleborn-Methode Im Vergleich zur Stoll-Methode ist sie weniger genau, wird aber aufgrund der einfachen Umsetzung in der Veterinärpraxis häufig zur Überwachung der Wirksamkeit der Tierentwurmung eingesetzt. Technisch ähnelt die standardisierte Methode anderen Methoden qualitativer Helminthen-ovoskopischer Untersuchungen. Es weist jedoch eine Reihe von Merkmalen auf, von denen die wichtigsten die folgenden sind: 1) Die Kotmenge muss gleich sein; 2) Gerichte mit dem gleichen Volumen; 3) die Absetzzeit wässriger Kotsuspensionen ist gleich; 4) Schleifen gleichen Durchmessers, Untersuchung einer gleichen Anzahl von Tropfen.

Um die Intensität der Dictyocaulose- und Progostrongylidose-Invasion bei Wiederkäuern abzuschätzen, kann die standardisierte Berman-Orlov-Methode verwendet werden. Die Zuverlässigkeit der Ergebnisse steigt mit zunehmender Anzahl und Häufigkeit der Studien.

Untersuchung von Sekreten aus anderen Organen

Die Untersuchung des Inhalts der Bindehauthöhlen dient der Diagnose einer Thelaziose beim Rind (Erreger: Thelazia rhodesi). Mit einer Spritze werden die Bindehauthöhlen mit einer wässrigen Jodlösung gespült; Die austretende Flüssigkeit wird in einer Küvette oder einem nierenförmigen Becken aufgefangen und auf das Vorhandensein von Thetelien untersucht. In diesem Fall hat auch eine wässrige Jodlösung eine heilende Wirkung.

Zur intravitalen Diagnostik wird die Untersuchung des Ausflusses aus der Kloake durchgeführt. Der austretende Schleim wird auf einen Objektträger gelegt und unter dem Mikroskop auf Eier des Erregers untersucht.

Die Untersuchung von Abschürfungen aus Perianalfalten ist die wichtigste diagnostische Methode. Mit einem spachtelförmigen Stäbchen oder Streichholz, das mit einer Mischung aus gleichen Teilen Glycerin und Wasser angefeuchtet ist, wird ein Schaben von den Perianalfalten des Perineums und der Innenfläche der Schwanzwurzel vorgenommen. Das abgeschabte Material wird in einem Tropfen Glycerin mit Wasser auf einen Glasobjektträger übertragen, mit einem Deckglas abgedeckt und unter dem Mikroskop untersucht. Der Nachweis von Oxyur-Eiern bestätigt die klinische Diagnose.

Für die Diagnose der kutanen Form von Dasheiose und Habronematose wird die Untersuchung von Hautabschürfungen von „Sommergeschwüren“ empfohlen. Von der frisch ulzerierten Hautoberfläche wird ein Abstrich entnommen und in einen Tropfen verdünnter Salzsäure (1:1000) gegeben. Anschließend wird das Präparat mit Präpariernadeln gespalten, mit einem Deckglas abgedeckt und unter dem Mikroskop auf Drashi- oder Gabronema-Larven untersucht.

Gewebeforschung

Die Untersuchung der Haut von Rindern (nach Gnedina) dient der Diagnose von Onchozerkose. Auf der Unterseite Bauchdecke Nach der Vorbereitung des Operationsfeldes wird ein kleines, 2 mm dickes Stück Haut (ungefähr so ​​groß wie ein kleines Haferkorn) aus dem Tier herausgeschnitten und die Wunde mit Jodtinktur geschmiert. In einem Veterinärlabor wird dieses Stück Haut auf einen Glasobjektträger gelegt Kochsalzlösung, mit Präpariernadeln gespalten, dann alles in ein Zentrifugenröhrchen gegossen und für mehrere Stunden bei einer Temperatur von 37-38° in einen Thermostat gestellt. Anschließend werden die Hautfasern entfernt, die Flüssigkeit zentrifugiert und das Sediment mikroskopiert, um mobile Mikroonchocerci nachzuweisen.

Untersuchung von Muskelstücken oft posthum aufgeführt. Manchmal wird zur intravitalen Diagnose einer Trichinose eine Biopsiemethode verwendet. Von operativer Eingriff Dabei wird ein Muskelstück herausgeschnitten (z. B. aus der äußeren Ohrmuskulatur), aus dem dann kleine Abschnitte (etwa in der Größe eines Haferkorns) präpariert werden. Letztere werden auf das untere Glas des Kompressors gelegt, mit dem oberen Glas abgedeckt und mit Schrauben zusammengeführt, bis sie vollständig flach sind. Die Schnitte werden unter einem Trichinelloskop, einem Mikroskop mit geringer Vergrößerung, mit einem Projektionstrichinoskop oder einer KT-3-Projektionskamera betrachtet.

Diagnostische Entwurmung

Zur diagnostischen Entwurmung werden mehrere Tiere ausgewählt, vom übrigen Nutztierbestand isoliert und ihnen ein Anthelminthikum in therapeutischer Dosis verabreicht. Der von diesen Tieren innerhalb von ein bis zwei Tagen ausgeschiedene Kot wird gesammelt und einer Helminthoskopie unterzogen, um den Erreger der Krankheit zu erkennen. Unter Produktionsbedingungen werden häufig diagnostische Entwurmungen zur intravitalen Diagnose von Moniesiose bei Wiederkäuern, Drepanidoteniasis bei Gänsen, Cestodose bei Fleischfressern, Askariasis bei Schweinen und Askariasis bei Hühnern durchgeführt.

Immunologische Reaktionen

Allergisch Hautreaktionen Empfohlen für die intravitale Diagnose von Faszioliasis bei Schafen, Opisthorchiasis bei Fleischfressern und Moniesiose bei Schafen, Hämonchiasis und Dictyocaulose bei Schafen, Onchozerkose bei Rindern und Pferden sowie Trichinose bei Schweinen.

Von den serologischen Methoden ist die Scolexopräzipitationsreaktion zu erwähnen, die eine Diagnose ermöglicht frühe Stufen Echinokokkose und Niederschlagsreaktion anhand lebender Larven von Spulwürmern und Trichinen zur Identifizierung der entsprechenden Helmintheninfektionen.

Untersuchung von Zwischenwirten von Helminthen

Die Ergebnisse der helminthologischen Untersuchung von Tieren sollten stets durch Daten aus Studien zu Helmintheninfektionen von Zwischenwirten ergänzt werden. Sie ermöglichen es, die helminthologische Situation zu klären und das Auftreten von Helminthiasen vorherzusagen. Zwischenwirte von Helminthen können Weichtiere (Süßwasser und Land), Krebstiere (Zyklopen, Daphnien, Amphipoden, Wasseresel), Regenwürmer, Insekten (Fliegen, Mücken, Stechmücken, Libellen, Ameisen, Käfer) und Bodenmilben sein.

Die Dichte (quantitative Zusammensetzung) ist von epidemiologischer Bedeutung. einzelne Arten Zwischenwirte. Je höher er ist, desto größer ist die Wahrscheinlichkeit, dass sich Tiere mit Helmintheninfektionen infizieren. Landzwischenwirte kommen an unterschiedlichen Orten vor (in Misthaufen, auf Koppeln, Weideflächen etc.). Aquatische Zwischenwirte in eine riesige Zahl Sie leben in Ufernähe von stehenden flachen Stauseen, in Pflanzendickichten. An diesen Orten infizieren sich vor allem Tiere häufig mit Helminthiasis.

Zwischenwirte sollten unter einer Binokularlupe oder einem Mikroskop mit geringer Vergrößerung auf das Vorhandensein von Helminthenlarven in frischem (vorzugsweise lebendem) Zustand untersucht werden. Die Larvenstadien von Helminthen im Körper von Zwischenwirten liegen bei unterschiedliche Bühnen Entwicklung, am auffälligsten sind jedoch die infektiösen Larven. Als Ergebnis der Forschung wird das Ausmaß (Prozentsatz) und die Intensität (Menge) des Befalls von Zwischenwirten durch die Larven bestimmter Helminthenarten ermittelt.

Hornmilben oder Panzermilben (bis zu 1 mm Länge). Sie leben in den oberen Schichten des Bodens. Dies sind Zwischenwirte von Wiederkäuer-Moniesien und anderen Helminthen. Zum Nachweis von Bandwurmlarven (Cysticerroiden) wird der Panzer einer Hornmilbe zunächst in einem Wassertropfen auf einem Glasobjektträger (unter Kontrolle einer Lupe) in Stücke gespalten, anschließend wird das Präparat mit einem Deckglas abgedeckt und mikroskopisch untersucht . Zystizerkoide von Moniesia haben eine runde Form (0,15–0,19 mm Durchmesser) und sind mit vier Saugnäpfen und einem Schwanzfortsatz ausgestattet. Da sie sehr empfindlich sind, sollte der Kompressortest auf Milben nicht angewendet werden.

Regenwürmer anderer Gattungen (Criodrilus, Eophila) leben in Gewässern mit sumpfigen, schlammigen Ufern. Sie sind als Zwischenwirte der Erreger der Hystrichose und Porrocekose bei Enten registriert. Die Larve von Histrichis ist sehr groß (bis zu 3 cm lang), weißlich gefärbt und durchsichtig Haut Wurm in Form eines Wellenstreifens. Porrocecum-Larven sind zehnmal kleiner als die vorherige Larve (2,5–3 mm); Sie werden bei der Kompressoruntersuchung von Regenwürmern unter dem Mikroskop in den Blutgefäßen gefunden.

Flohkrebsforschung. Flohkrebse erreichen eine Länge von bis zu 2 cm und leben in Meeres- und Süßwassergewässern. Sie sind als Zwischenwirte von Polymorphose-Erregern registriert. Streptokariose und Tetramerose bei Vögeln. Larven werden bei der Kompressoruntersuchung dieser Krebstiere entdeckt. Die Larven (Acanthellae) von Polymorphus sind oval, orange gefärbt, bis zu 1 mm lang und makroskopisch sichtbar.

Forschung zu Wassereseln. Wasseresel werden 1 bis 1,5 cm lang, leben in Süßwassergewässern und sind Zwischenwirte des Erregers der Vogelfilikolose. Eine Untersuchung des Kompressors kann die Larve (Acanthella) aufdecken. Weiß, oval, 0,7 mm lang.

Sie können auch andere Zwischenwirte (Mücken, Mücken, Fliegen, Libellen, Käfer, Ameisen) untersuchen.

Fluoreszenzmikroskopie

Die Methode der Fluoreszenzmikroskopie (nach V. G. Evranova) ist eine neue Methode zur Diagnose von Helminthiasis. Es ermöglicht Ihnen, Eier des gleichen Typs von verschiedenen Arten von Helminthen zu unterscheiden sowie lebensfähige Eier und Larven von toten zu unterscheiden. Zuvor wurden Eier von Trematoden, Cestoden und Nematoden mit Lösungen von Acridinorange und anderen Fluorochromen behandelt. Lebensfähige Eier und Nematodenlarven leuchten nicht oder nur schwach, während tote Eier hell leuchten und orange, gelbgrün oder gelb sind.

Mit der Fluoreszenzmikroskopie ist es möglich, die Eier der wichtigsten fleischfressenden Cestoden, Eier von Krankheitserregern und Heterazidose von Hühnern zu unterscheiden, die bekanntermaßen eine ähnliche Struktur in Größe, Form und Farbe aufweisen, sowie zwischen lebensfähigen und lebensfähigen Eiern zu unterscheiden tote Oozysten von Kokzidien.

Die Präparate werden unter einem MUF-3- oder ML-2-Mikroskop betrachtet. Die Technik der Fluoreszenzmikroskopie ist relativ einfach und kann in industriellen Umgebungen (Veterinärlabors) eingesetzt werden.

Aus anderen Studien, die für die Diagnose einer Helminthiasis von untergeordneter Bedeutung sind. Sie können auf Methoden wie die Bestimmung der morphologischen Zusammensetzung des Blutes (unter Berücksichtigung der Eosinophilie) und die Methode zur Bestimmung der Proteinfraktion verweisen.

Kurze Eigenschaften von Wurmeiern

Repräsentative Eier verschiedene Klassen unterscheiden sich in Größe, Farbe, Form, Schalenstruktur und Inneninhalt.

Trematodeneier. Meistens oval mit einer Kappe an einer Stange. Die Schale ist glatt. Bei einigen Arten ist die Schale mit Filamenten (Fortsätzen) und Tuberkeln ausgestattet. Die Farbe der Eier reicht von hellgrau bis braun (meist gelb).

Cestode-Eier. Es gibt zwei Arten: Bandwürmer und Bandwürmer. In der Fastenzeit ähneln sie Trematodeneiern (oval mit Deckel). Die Eier von Bandwürmern unterscheiden sich in ihrer Struktur stark von den Eiern von Helminthen anderer Klassen: Sie sind häufiger durchschnittliche Größe, runde Form, grau, reif (im Inneren des Embryos befindet sich eine Onkosphäre mit drei Paar embryonaler Haken).

Nematodeneier. Sie unterscheiden sich von Trematodeneiern durch das Fehlen eines Deckels; aus Cestoden-Eiern - das Fehlen einer Onkosphäre.

Die Größen, Formen, Strukturen und Farben der Nematoden-Eierschalen sind sehr unterschiedlich. Außenhülle Es kann glatt, knollig und zellig sein: Die Dicke der Membranen variiert von dünn (bei Strongylat) bis dick (bei Trichocephalus). Die meisten Nematoden haben ovale, symmetrische Eier, einige haben halbzylindrische Eier (in Strichen). Die meisten Nematoden setzen unreife Eier im Vorsegmentierungsstadium oder in mehreren Brechkugeln frei; eine Minderheit setzt reife Eier frei (im Ei bildet sich eine Larve).

Acanthocephalan-Eier. Sie haben ovale, ellipsoide und spindelförmige Formen: Ihre Größe ist mittelgroß bis groß. zugeteilt in Außenumgebung Die Eier enthalten im Inneren eine Larve – einen Akanthor mit zehn embryonalen Haken (reif).

Klinische Beobachtungen

Epizootologische Daten

Bei der Diagnose vieler Helminthiasis bei Nutztieren sind epidemiologische Daten (ungünstige Betriebsbedingungen für bestimmte Krankheiten, Jahreszeit, Alter der erkrankten Tiere, Beschaffenheit der Weiden und Wasserquellen, meteorologische Bedingungen usw.) eine wichtige Hilfe. Zum Beispiel eine Massenerkrankung mit Anzeichen Bauchwassersucht und der Tod von Schafen im Herbst nach einem regnerischen Sommer und die Nutzung sumpfiger Weideflächen als Beweidung geben Anlass zu der Annahme einer akuten Form der Faszioliasis. Die Erkrankung bei Sommergänschen mit Anzeichen von Verdauungsstörungen (Durchfall) und Störungen des Nervensystems (Parese) nach dem Abweiden auf einem flachen, stehenden Gewässer, das reichlich von Zyklopen bevölkert ist, ist die Grundlage für die Erstellung einer mutmaßlichen Diagnose einer Drepanidoteniasis. Der Tod von Lämmern im Frühjahr (3-4 Wochen nach Beginn der Beweidung) sollte den Verdacht auf eine Erkrankung junger Schafe mit Monieziose aufkommen lassen. Es ist auch notwendig, die zonalen Merkmale von Helminthiasen bei Haustieren zu berücksichtigen, vorzugsweise in Kombination mit klinischen Beobachtungen.