Metódy stanovenia životaschopnosti vajíčok a lariev helmintov. Metódy diagnostiky helmintiázy v súčasnom štádiu

7.7. Metódy stanovenia životaschopnosti vajíčok a lariev helmintov

Životaschopnosť vajíčok helmintov je určená vzhľad, farbením vitálnymi farbivami, kultiváciou za optimálnych podmienok a vykonaním biologického testu.

Vajíčka helmintov sa mikroskopujú najskôr pri malom a potom pri veľkom zväčšení. V deformovaných a mŕtvych vajíčkach helmintov je škrupina roztrhnutá alebo ohnutá dovnútra, plazma je zakalená a uvoľnená. Segmentované vajcia majú drviace gule (blastoméry) nerovnakej veľkosti, nepravidelný tvar, často posunuté na jeden pól. Niekedy existujú abnormálne vajíčka, ktoré sa napriek vonkajším deformáciám vyvíjajú normálne. U živých lariev škrkavky je jemná zrnitosť prítomná len v strednej časti tela, odumieraním sa šíri po tele, vznikajú veľké lesklé hyalínové vakuoly, takzvané „perličky“.

Na stanovenie životaschopnosti zrelých vajíčok škrkaviek, bičíkovcov, škrkaviek by sa aktívne pohyby lariev mali vyvolať miernym zahriatím lieku (na teplotu nepresahujúcu 37 ° C). Vhodnejšie je sledovať životaschopnosť lariev škrkavky a vretenice po ich izolovaní z obalu vajíčka stlačením krycieho sklíčka prípravku pitevnou ihlou alebo pinzetou.

U lariev invazívnych škrkaviek je často vidieť odlupovanie puzdra na hlavovom konci a u lariev bičíkovcov, ktoré ukončili vývoj vo vajíčku, sa na tomto mieste pri veľkom zväčšení nachádza vodič. U mŕtvych lariev helmintov, bez ohľadu na ich umiestnenie (vo vajíčku alebo mimo neho), je zaznamenaný rozpad tela. V tomto prípade sa vnútorná štruktúra larvy stáva blokovou alebo granulovanou a telo sa stáva zakaleným a nepriehľadným. V tele sa nachádzajú vakuoly a na kutikule sa nachádzajú zlomy.

Životaschopnosť taeniidných onkosfér (hovädzí, bravčová pásomnica atď.) je určená pohybom embryí, keď sú vystavené tráviacim enzýmom. Vajíčka sú umiestnené na hodinovom sklíčku s tráviace šťavy psy alebo umelú duodenálnu šťavu. Zloženie druhého: pankreatín - 0,5 g, hydrogénuhličitan sodný - 0,09 g, destilovaná voda - 5 ml. Hodinkové sklá s vajíčkami sa umiestnia na 4 hodiny do termostatu pri 36 - 38 °C. V tomto prípade sú živé embryá uvoľnené z ich membrán. Škrupiny živých onkosfér sa tiež rozpúšťajú v okyslenom pepsíne a v alkalickom roztoku trypsínu po 6 - 8 hodinách v termostate pri 38 ° C.

Ak umiestnite teniidové vajíčka do 1% roztoku sulfidu sodného alebo 20% roztoku chlórnanu sodného alebo do 1% roztoku chlórovej vody s teplotou 36 - 38 ° C, zrelé a živé embryá sa uvoľnia z membrán a neuvoľnia sa. zmena počas 1 dňa. Nezrelé a mŕtve onkosféry sa zmenšujú alebo napučiavajú a prudko zväčšujú a potom sa „rozpustia“ v priebehu 10 minút až 2 hodín. Živé embryá taenidov sa aktívne pohybujú aj v zmesi 1% roztoku chloridu sodného, ​​0,5% roztoku hydrogénuhličitanu sodného a žlče pri 36 - 38 °C.

Životaschopnosť Adolescaria fascioli zozbieraných na rastlinách a iných objektoch vodných útvarov sa kontroluje ich skúmaním na podložnom sklíčku vo fyziologickom roztoku pod mikroskopom s vyhrievacím stolíkom. Keď sa larvy trematód zahrejú, začnú sa pohybovať.

Na určenie životaschopnosti vajíčok pásomnice je najjednoduchšia metóda N.S. Ionina: v živých vajíčkach je stredný pár embryonálnych háčikov buď rovnobežný s laterálnymi háčikmi, alebo tieto háčiky zvierajú so stredom na spodnej časti uhol menší ako 45°. V odumretých vajciach bočné páry zvierajú so stredným párom uhol na báze viac ako 45° alebo sú háčiky náhodne rozhádzané (ich párové usporiadanie sa stráca); Niekedy sa embryo zmršťuje a tvoria sa granule. Presnejšia metóda je založená na objavení sa pohybov onkosféry počas prudkej zmeny teploty: od 5 - 10 ° do 38 - 40 ° C.

Stanovenie životaschopnosti nezrelých vajíčok háďatiek by sa malo študovať vo vlhkej komore (Petriho misky), vajíčka škrkavky vložiť do 3 % roztoku formaldehydu pripraveného v izotonickom roztoku chloridu sodného pri teplote 24 - 30 °C, vajíčka škrkavky do 3% roztoku kyseliny chlorovodíkovej pri teplote 30 - 35 ° C; vajce červov v izotonickom roztoku chloridu sodného pri teplote 37 °C. Petriho misky otvárajte 1-2x týždenne kvôli lepšiemu prevzdušneniu a filtračný papier navlhčite čistou vodou.

Pozorovania vývoja vajíčok helmintov sa vykonávajú najmenej 2-krát týždenne. Absencia príznakov vývoja v priebehu 2 - 3 mesiacov naznačuje ich neživotaschopnosť. Známky vývoja vajíčok helmintov sú najskôr štádiami drvenia, rozdeľovaním obsahu vajíčka na samostatné blastoméry. Počas prvých dní sa vyvinie až 16 blastomér, ktoré prechádzajú do druhého štádia - morula atď.

Vajíčka húsenice sa pestujú v sklenenom valci (50 cm vysoký a 7 cm v priemere) uzavretom zátkou. Na dno valca sa pomocou sklenenej trubice opatrne naleje zmes rovnakých objemov sterilného piesku, dreveného uhlia a výkalov s vajíčkami machovca, zriedená vodou na polotekutú konzistenciu. Počas 1 - 2 dní usadzovania v tme pri teplote 25 - 30 ° C sa z vajíčok vyliahnu rabditiformné larvy, ktoré sa po 5 - 7 dňoch stanú filariformnými: larvy vyliezajú po stenách valca, kde sú viditeľné aj voľným okom.

Vajíčka trematód, ktoré sa prirodzene vyvíjajú vo vode, napríklad opisthorchis, diphyllobothriidae, fasciolae a iné, sa umiestnia na hodinové sklíčko, Petriho misku alebo inú nádobu a nalejú sa malou vrstvou obyčajnej vody. Pri pestovaní vajíčok Fasciola treba brať do úvahy, že v tme sa rýchlejšie vyvíjajú, pričom v živých vajíčkach pri teplote 22 - 24 °C sa miracídium vytvorí za 9 - 12 dní. Pri mikroskopovaní vyvíjajúcich sa vajíčok motolice sú pohyby miracidia jasne viditeľné. Miracidium fasciola vychádza zo škrupiny vajíčka iba na svetle.

Fulleborn metóda. Larvy háčikovca a strongylidov sa kultivujú na agare v Petriho miske so živočíšnym uhlím. Po udržaní v termostate pri teplote 25 - 30 °C počas 5 - 6 hodín sa larvy plazia po agare a zanechávajú za sebou cestu baktérií.

Harada a Mori metóda. Pridajte 7 ml destilovanej vody do skúmaviek umiestnených na stojane. Drevenou tyčinkou odoberte 0,5 g výkalov a urobte rozmazanie na filtračný papier (15 x 150 mm) 5 cm od ľavého okraja (táto operácia sa vykonáva na hárku papiera na ochranu povrchu laboratórnej lavice). Potom sa prúžok s náterom vloží do skúmavky tak, aby ľavý koniec bez náteru dosiahol dno skúmavky. Horný koniec zakryte kúskom celofánu a pevne ho omotajte gumičkou. Na skúmavku sa napíše číslo a priezvisko vyšetrovanej osoby. V tomto stave sa skúmavky skladujú 8 - 10 dní pri teplote 28 °C. Na štúdium lariev odstráňte celofánový kryt a pomocou pinzety odstráňte prúžok filtračného papiera. Pri tomto postupe je potrebné postupovať opatrne, pretože malé množstvo infekčných lariev sa môže presunúť na horný koniec filtračného papiera alebo na stranu skúmavky a preniknúť pod povrch celofánu.

Skúmavky sa umiestnia do horúcej vodný kúpeľ pri teplote 50 ° C počas 15 minút, potom sa ich obsah pretrepe a rýchlo sa naleje do 15 ml skúmavky, aby sa larvy sedimentovali. Po odstredení sa supernatant odstráni a sediment sa prenesie na podložné sklíčko, prikryje sa krycím sklíčkom a mikroskopicky sa skúma pri malom zväčšení.

Pre diferenciálnu diagnostiku filariformných lariev je potrebné použiť údaje v tabuľke 3.

Tabuľka 3

DIFERENCIÁLNA DIAGNOSTIKA FILARIoidných lariev A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, TRICHOStrONGYLUS SP.

Mŕtve tkanivá vo väčšine prípadov vnímajú farby rýchlejšie ako živé. Tieto znaky sa používajú v helmintológii na určenie životaschopnosti vajíčok a lariev helmintov. Avšak v v niektorých prípadoch Niektoré farby sú lepšie vnímané živými tkanivami ako mŕtvymi.

Na rozlíšenie medzi živými a mŕtvymi vajíčkami a larvami sa používajú nasledujúce farby a metódy.

Leukobase metylénová modrá sa často používa na farbenie živých a mŕtvych tkanív. Živá bunka alebo tkanivo redukuje metylénovú modrú na bezfarebnú leukobázu, mŕtve tkanivo túto schopnosť nemá, preto získava farbu.

Kritériom stavu vajíčka je sfarbenie embrya, nie však škrupiny. Táto schopnosť je spojená s podmienkami, za ktorých vajíčko odumiera. V prípadoch, keď vláknitá membrána v mŕtvom vajci nestráca svoje polopriepustné vlastnosti, neprepustí farbivá, a preto sa mŕtve embryo nezafarbí. Farebné embryo vždy naznačuje smrť vajíčka.

Na farbenie vajíčok škrkavky môžete použiť metylénovú modrú v roztoku kyseliny mliečnej so žieravinou (0,05 g metylénovej modrej, 0,5 g hydroxidu sodného, ​​15 ml kyseliny mliečnej). Živé vajcia nevnímajú farbu; embryá mŕtvych vajíčok zmodrajú. Farbenie lariev škrkavky zásaditým roztokom briliantkrezylovej modrej farby v koncentrácii 1:10000 sa vykonáva nasledovne: na podložné sklíčko sa nanesie kvapka tekutiny s vajíčkami škrkavky a kvapka roztoku základnej farby. Preparát sa prekryje krycím sklíčkom, ktoré sa pri miernom poklepávaní pitevnou ihlou tesne pritlačí k podložnému sklíčku. Počet objavujúcich sa lariev a stupeň ich sfarbenia sa sleduje pod mikroskopom; po ktorej sa po 2 - 3 hodinách znova vyšetrí ten istý liek. Za živé sa považujú iba nedeformované larvy, ktoré sa nezafarbili 2 hodiny. Mŕtve larvy buď nevychádzajú z vajíčok, alebo sa sfarbia, keď sa škrupina zlomí (čiastočne alebo úplne).

Pri zisťovaní životaschopnosti vajíčok škrkavky vtáčej je možné prípravky zafarbiť 5% alkoholovým roztokom jódu. Pri aplikácii na prípravok sa v priebehu 1 - 3 sekúnd vyskytnú zárodky mŕtvych vajíčok Ascaridia. sú natreté oranžovou farbou.

Mŕtve vajíčka opisthorchis a onkosféry pásomnice hovädzieho dobytka sa zafarbia roztokom toluidínovej modrej (1:1000) a onkosféry mŕtvej pásomnice hovädzieho dobytka roztokom brilantnej kresylovej modrej (1:10000). Zároveň embryá a škrupiny mŕtvych aj živých vajec získavajú farbu. Preto sa vajíčka a onkosféry po farbení umyjú v čistej vode a dodatočne zafarbia safranínom (zriedeným 1:10 000 v liehu 10 °C). Alkohol zo škrupín odstráni farbu a safranín ich zafarbí do červena. Výsledkom je, že živé vajcia sčervenajú; vajíčka s mŕtvymi embryami zmodrajú, ale škrupina zostane červená. Mŕtve embryá onkosfér pásomnice hovädzieho dobytka sa rýchlo, v priebehu niekoľkých minút, sfarbia do jasne červenej resp ružová farba safranín alebo modrá brilantná krezylová modrá v riedení 1:4000, alebo indigokarmínová v riedení 1:1000 - 1:2000. Živé embryá sa vplyvom týchto náterov nemenia ani po 2 - 7 hodinách.

Na určenie životaschopnosti vajíčok trpasličích pásomníc sa odporúča použiť nasledujúce farby:

1. Brilliantcreasyl blue (1:8000) - po 1 hodine sa onkosféra mŕtvych vajíčok obzvlášť jasne zafarbí, čo ostro vynikne na bledom alebo bezfarebnom pozadí zvyšku vajíčka.

2. Safranín (1:8000 pri expozícii 2 hodiny a 1:5000 3 - 5 hodín).

3. 50% roztok kyseliny pyrogalovej v riedení 1:2 - pri vystavení 1 hodine pri teplote 29 - 30 °C (čím nižšia teplota, tým dlhší je proces farbenia).

Fluorescenčná mikroskopia umožňuje rozlíšiť živé a mŕtve predmety bez poškodenia vajíčka. Na fluorescenciu sa nepoužívajú ultrafialové lúče, ale modrofialová časť viditeľného svetla s bežným mikroskopom a podložnými sklíčkami; K iluminátoru OI-18 je pridaná špeciálna sada farebných filtrov.

Živé a mŕtve vajíčka škrkaviek, škrkaviek, trpasličích pásomníc, hovädzích pásomníc, širokých pásomníc a iných helmintov fluoreskujú odlišne. Tento jav sa pozoruje ako počas primárnej luminiscencie bez použitia farbív, tak aj pri farbení fluorochrómmi (akridínová oranž, koryfosfín, primulín, aurolín, berlerínsulfát, trypaflavín, rivanol, akrín atď.).

Nefarbené, živé, nesegmentované vajíčka škrkavky žiaria jasnozelenou farbou so žltkastým odtieňom; v mŕtvych vajciach škrupina vyžaruje zelené svetlo oveľa jasnejšie ako tmavozelená embryonálna časť; Vo vajíčkach škrkavky s larvou sa objavuje iba škrupina a v mŕtvych vajíčkach je škrupina aj larva jasne žltá.

Nepigmentované a nesegmentované živé vajíčka červov a trpasličích pásomníc vyžarujú zelenožlté svetlo, škrupina mŕtvych vajíčok intenzívne svetielkuje na pozadí tmavozelenej embryonálnej hmoty.

Pri sekundárnej luminiscencii (pri farbení akridínovou oranžou v riedení 1:10 000 a 1:50 000 od 30 minút do 2 hodín) luminiscencia živých a mŕtvych hlíst, motolíc a cestód odlišne.

Škrupiny živých a odumretých vajíčok škrkaviek, toxocara, pinworms, trpasličí pásomnice, potkanie pásomnice, býčie pásomnice a pásomnice sú sfarbené do oranžovočervena. Embryá živých vajíčok škrkaviek, toxascaris, potkaních pásomníc, širokých pásomníc a onkosfér hovädzích pásomníc fluoreskujú matne tmavozelene resp. šedo-zelenej farby. Mŕtve embryonálne vajíčka týchto helmintov vyžarujú „horiacu“ oranžovo-červenú farbu. Živé larvy červca a toxocara (uvoľnené škrupiny vajíčok) vyžarujú matné šedozelené svetlo, keď uhynú, farba sa zmení z hlavového konca na „horiacu“ svetlozelenú, potom žltú, oranžovú a nakoniec jasne oranžovú.

Pri farbení fluorochrómmi - koryfosfylum, primulín, mŕtve vajíčka škrkaviek a bičíkovcov vykazujú žiaru od fialovožltej po medenočervenú. Životaschopné vajíčka neluminiscujú, ale sú natreté tmavozelenou farbou.

Živé vajíčka trematód (paragonimus a clonorchis) pri farbení akridínovou oranžovou neluminiscujú, ale mŕtve vajíčka majú žltozelenú farbu.

Na stanovenie životaschopnosti lariev helmintov možno použiť aj luminiscenčnú metódu. Tak žiaria strongylátové a rhabditatus larvy fluorochrómované roztokom akridínovej oranžovej (1:2000): živé - zelené (s odtieňom), mŕtve - jasne oranžovým svetlom.

Živé miracidia vychádzajúce z škrupiny vyžarujú tlmené modrasté svetlo so sotva znateľným svetložltým korolom riasiniek, ale 10 - 15 minút po smrti sa objavia s jasným „horiacim“ svetlozeleným a potom oranžovo-červeným svetlom.

Napríklad na určenie životaschopnosti vajíčok ascaridov (škrkavka ošípaná, škrkavka ľudská, Toxocara, Toxascaris atď.) na zviera (morčatá, myši) potrebujete minimálne 100 - 300 vajíčok s vyvinutými larvami. Vajíčka Ascaris v izotonickom roztoku chloridu sodného sa pipetujú cez ústa myši alebo morčaťa. Po 6-7 dňoch sa zviera porazí, jeho pečeň a pľúca sa otvoria a oddelene sa vyšetrí na prítomnosť lariev askaridátu. Na tento účel sa pečeň a pľúca nasekajú nožnicami na malé kúsky a vyšetrí sa metódou Berman alebo Supryaga (časť 6.1.2).

Ak boli zvieratá infikované živými invazívnymi vajíčkami, potom sa pri pitve nachádzajú migrujúce larvy ascaridov v pečeni a pľúcach.

V prípade infekcie môžu byť vajíčka Fasciola vo výkaloch laboratórnych zvierat zistené u králikov po 2 mesiacoch, v r. morčatá- po 50 dňoch, u myší - po 35 - 40 dňoch.

Na rýchlejšie získanie odpovede sa laboratórne zvieratá otvoria po 20 - 30 dňoch a pečeň sa vyšetrí na prítomnosť mladých fasciol.

Na stanovenie životaschopnosti vajíčok trpasličích pásomníc sa tiež odporúča kŕmiť nimi predtým neinfikované biele myši, po 92 až 96 hodinách zvieratá otvoriť a identifikovať cysticerkoidy v črevných klkoch alebo cestodách v lúmene čreva.

Na stanovenie životaschopnosti vajíčok opisthorchis sa odporúča metóda (German S.M., Baer S.A., 1984), založená na fyzikálno-chemickej aktivácii liahnej žľazy miracidium a stimulácii motorická aktivita lariev, čo vedie k otvoreniu uzáveru vajíčka a aktívnemu uvoľneniu miracidia v experimentálnych podmienkach.

Suspenzia vajíčok opisthorchis vo vode sa vopred ochladí na 10 - 12 °C (všetky nasledujúce operácie sa vykonávajú pri izbovej teplote 19 - 20 °C). Do centrifugačnej skúmavky sa pridá 1 kvapka suspenzie obsahujúcej 100 - 150 vajec. Skúmavka sa umiestni na 5 - 10 minút do stojana. Počas tejto doby sa všetkým vajíčkam podarí klesnúť na dno. Potom sa prebytočná voda opatrne odsaje prúžkom filtračného papiera a do skúmavky sa pridajú 2 kvapky špeciálneho média. Médium sa pripraví v 0,005 M Tris-HCl pufri; do tlmivého roztoku sa pridá 12 - 13% roztok etanolu a farbivo (fuchsín, safranín, eozín, metylénová modrá atď.). Skúmavka sa pretrepe, jej obsah sa napipetuje na podložné sklíčko a nechá sa 10 minút za mierneho pretrepávania. Potom pridajte 2 kvapky určeného média. Prípravok je pripravený na mikroskopovanie pod bežným svetelným mikroskopom pri 20-násobnom zväčšení.

Počas tejto doby sa viečko životaschopných lariev otvorí a miracidium aktívne vystúpi do určeného prostredia. Vďaka prítomnosti etanolu v ňom sú po 2 - 5 minútach znehybnené a následne natreté farbivom. Môžu byť ľahko detekované a spočítané pomocou mikroskopu.

Materiál na výskum: výkaly, moč, obsah dvanástnika, spútum, krv, koža, perianálny dendrit, svalové tkanivo.

Mikroskopické metódy výskumu sú založené na detekcii vajíčok a lariev helmintov. V závislosti od cieľov štúdie sa delia na kvalitatívne a kvantitatívne.

1. Metóda hustého rozmazania Kato. Princíp metódy spočíva v tom, že vajíčka hlíst sa nachádzajú v hustom nátere výkalov, vyčistené glycerínom a zafarbené malachitovou zelenou. Metóda je najúčinnejšia pri askarióze, trichocefalóze, difylobotriáze, taeniaze a v menšej miere aj pri háčkovitej chorobe a trpasličej pásomnici.

3. Metóda obohatenia(Kofoida - Barbera) je založená na princípe plávania vajec v nasýtenom roztoku stolová soľ. Môžete nájsť vajíčka motolice, pásomnice, onkosféry, tenidy a neoplodnené vajíčka škrkaviek.

4. Kalantariánska metóda- princíp je rovnaký ako predchádzajúci, ale ako flotačný roztok sa používa nasýtený roztok dusičnanu dusíka.

5. Existujú špeciálne metódy vyšetrenie výkalov na prítomnosť fasciliázy, strongyloidózy, ankylostomózy.

6. Prianálna a perianálno-rektálna metóda diagnostika enterobiázy. Škrabanie sa robí ráno (pred odchodom na toaletu a defekáciou) alebo večer počas spánku.

Veľmi dôležité vedieť

Helmintologické metódy výskumu. Metódy diagnostiky hlístových infekcií sa delia na priame, založené na priamej detekcii samotných hlíst alebo ich fragmentov, ako aj lariev a vajíčok hlíst (metódy na vyšetrenie výkalov, moču, obsahu žlče a dvanástnika, spúta, krvi a tkanív, materiálu získané škrabaním z perianálnej oblasti a subungválnych priestorov) a nepriame, pomocou ktorých sa odhaľujú sekundárne zmeny, ktoré sa vyskytujú v ľudskom tele v dôsledku činnosti helmintov (výskum morfologické zloženie krv, imunologické metódy na diagnostiku helmintiáz, röntgenové štúdie atď.). Z priamych metód sú najčastejšie skatologické, ktoré sa delia na makro- a mikrohelmintoskopické. V niektorých prípadoch sa používajú špeciálne metódy.

Makrohelmitoskopické metódy výskumu sú zamerané na vyhľadávanie helmintov alebo ich fragmentov (skolex, segmenty, časti strobila cestodónov). Používajú sa na diagnostiku tých helmintiáz, pri ktorých sa vajíčka nevylučujú v exkrementoch pacienta alebo sa vylučujú v malých množstvách a nie vždy (napríklad pri enterobiáze sa červy nachádzajú vo výkaloch, s taeniasis - segmenty). Na detekciu červov alebo segmentov pásomníc vo výkaloch sa výkaly skúmajú voľným okom. Na diferenciálnu diagnostiku taeniasis sa odporúča prezerať výkaly zriedené vodou v oddelených malých dávkach v čiernych fotografických kyvetách alebo v Petriho miskách na tmavom pozadí. Veľké útvary podozrivé z fragmentov helmintov skúmame pod lupou medzi dvoma sklíčkami. Ak sa podľa klinických indikácií po liečbe očakáva detekcia malých helmintov alebo hlavičiek pásomníc, potom sa podozrivé častice vyšetrujú pod lupou v kvapke glycerínu, v prípade potreby aj pod mikroskopom.

Mikrohelmintoskopické metódy výskumu (kvalitatívne) sú zamerané na identifikáciu vajíčok a lariev helmintov. Používa sa metóda hustého rozmazania s celofánovou krycou doskou podľa Kato. Kato zmes pozostáva zo 6 ml 3 % vodného roztoku malachitovej zelene, 500 ml glycerínu a 500 ml 6 % roztoku fenolu. Kato platne (hydrofilný celofán je narezaný na kúsky s veľkosťou 20-40 mm) sa ponorí na 24 hodín do Kato zmesi tak, aby boli priľahlé (3-5 ml Kato roztoku na 100 platní). Na podložné sklíčko sa nanesie 100 mg výkalov, prikryje sa celofánovou krycou doskou podľa Kata a pritlačí sa tak, aby sa výkaly rozmazali na sklíčko v medziach celofánovej platne.

Náter sa nechá 40 – 50 minút vyčíriť pri izbovej teplote a potom sa skúma pod mikroskopom. V horúcom období, aby prípravok nevysychal, položte na tanier pripraveného prípravku vlhkú špongiu. Pre kompletnú detekciu helmintov všetkých typov je potrebné použiť metódu hrubého náteru Kato s celofánovou krycou platňou v kombinácii s jednou z metód obohatenia. Najbežnejšie z nich sú Kalantaryanova metóda a Fullebornova metóda. Kalantariánska metóda: v 100 ml bankách so širokým hrdlom dôkladne premiešajte 5 g výkalov sklenenou tyčinkou, pričom k okraju pohára postupne pridajte nasýtený roztok dusičnanu sodného (1 kg dusičnanu sodného na 1 liter vriacej vody). Veľké častice, ktoré vyplávajú na povrch, sa odstránia papierovou naberačkou. Na povrch soľného roztoku sa priloží podložné sklíčko ( soľný roztok pridávajte, kým zmes nepríde do úplného kontaktu s podložným sklom). Po 20-30 minútach sa podložné sklíčko vyberie a film sa skúma pod mikroskopom. Pri nedostatku tejto soli môžete použiť nasýtený roztok kuchynskej soli podľa Fholleborna (400 g soli v 1 litri vody pri varení).

Vzhľadom na to, že vajíčka s veľkou špecifickou hmotnosťou (neoplodnené vajíčka oblých červov, vajíčka motolic a veľkých pásomníc) neplávajú, je okrem vyšetrenia povrchovej vrstvy tekutiny pri použití Fullebornovej metódy potrebné vyšetriť 2-4 preparáty zo sedimentu pod mikroskopom. Špeciálne laboratórne metódy na testovanie rôznych helmintiáz. Výskum enterobiázy. Vyšetrenie na enterobiázu sa vykonáva po spánku bez predchádzajúceho umytia perianálnej oblasti. Najjednoduchším spôsobom je zistiť vajíčka červov perianálnym zoškrabaním pomocou drevenej špachtle (zápalky). Škrabanie sa vykonáva z povrchu perianálnych záhybov pomocou drevenej špachtle (nabrúsenej vo forme špachtle so zápalkou), navlhčenej v 50% roztoku glycerínu alebo v 1% roztoku hydrogénuhličitanu sodného. Výsledný materiál sa opatrne zoškrabe zo špachtle okrajom podložného sklíčka na iné podložné sklíčko do kvapky 50% roztoku glycerolu a skúma sa pod mikroskopom. Pri skúmaní pracovníkov Stravovanie je vhodnejšie skúmať materiál zo subunguálnych priestorov pomocou zmesi rovnakých množstiev 50 % vodného roztoku glycerínu a Lugolovho roztoku.

Efektívnejšou metódou je použitie priehľadnej polyetylénovej pásky s lepiacou vrstvou vytvorením odtlačku z perianálnych záhybov subjektu. V laboratóriu sa predrežú prúžky lepiacej pásky o dĺžke 9 cm, ktoré sa lepiacou vrstvou nalepia na podložné sklíčka tak, aby jeden koniec prečnieval okraj skla o 1 cm.Na lepiacu stranu vyčnievajúcej časti sa nalepí biely papier. koniec pásky, na ktorý je zapísané poradové číslo štúdie. Počas vyšetrenia uchopte prstami voľný koniec pásky, odlepte ju od podložného skla na druhý koniec a na perianálne záhyby naneste lepiacu vrstvu. Aby sa zabezpečil úplný kontakt s pokožkou, pásik sa vyhladí drevenou špachtľou. Páska sa potom odlepí od pokožky a nalepí sa na podložné sklíčko. Páska je dobre vyhladená, aby sa eliminovali vzduchové bubliny a iné nepravidelnosti.

Liečivo sa skúma pod mikroskopom. Testy na taeniasis. Hlavnou metódou diagnostiky taeniarinchiázy je prieskum na zistenie izolácie taeniidných segmentov vo výkaloch. Môžete použiť aj metódu perianálneho škrabania a metódu hustého rozmazania s celofánovou krycou doskou podľa Kato. Diagnóza taeniasis je náročná, pretože segmenty pásomnice bravčovej sa aktívne nevylučujú. Pri podozrení na taeniazu je potrebné vykonať diagnostické odčervenie malými dávkami samčej paprade alebo tekvicových semien. Testy na strongyloidózu. Diagnóza strongyloidózy sa robí, keď sa vo výkaloch nachádzajú larvy helmintov. Najúčinnejšia je Behrmannova metóda. Gumová trubica so svorkou je umiestnená na úzky koniec skleneného lievika a pripevnená na kovový stojan. Kovová sieťka obsahujúca 5 až 10 g výkalov sa umiestni do lievika. Zdvihnutím pletiva naplňte lievik vodou zohriatou na 40-45° tak, aby spodná časť pletiva s výkalmi bola ponorená do vody. Larvy z výkalov sa aktívne presúvajú do teplej vody a hromadia sa v spodnej časti gumenej trubice umiestnenej na lieviku. Po 4 hodinách sa svorka na skúmavke otvorí a kvapalina sa vypustí do 1-2 centrifugačných skúmaviek. Po 2-3 minútach centrifugácie sa supernatant rýchlo vypustí a sediment sa prenesie na podložné sklíčko a skúma sa pod mikroskopom.

Najjednoduchší spôsob identifikácie strongyloidných lariev vo výkaloch, ktorý možno použiť pri hromadných prieskumoch v ohniskách zamorenia, navrhol E.S. Shulman, V.G. Supryagoy, G.L. Ivyushcheva a ďalšie.Výkaly (5 g) sa zhromažďujú v pohári a naplnia sa obyčajnou (kohútikovou) vodou pri izbovej teplote (10-15 ml). Po 20 minútach sa voda naleje do Petriho misky a skúma sa pod mikroskopom. Ak máte podozrenie na stroigiloidózu v prípade negatívny výsledok Po jedinej štúdii je potrebné vykonať opakované testy v intervaloch 5 až 7 dní a skombinovať ich so štúdiami obsahu dvanástnika a žlče. Obsah dvanástnika a žlč (časti A, B, C) sa získajú obvyklým spôsobom pomocou intubácie. Zo skúmanej kvapaliny sa najskôr vyberú vločky, ktoré v nej plávajú, a skúmajú sa pod mikroskopom a potom sa zmiešajú s rovnakým množstvom etyléteru. Zmes sa dôkladne pretrepe a centrifuguje 10-15 minút pri 1500 ot./min. Supernatant sa vyhodí a celý sediment sa skúma pod mikroskopom.

Pri vyšetrovaní duodenálneho obsahu je možné identifikovať helmintiázu s lokalizáciou patogénu v pečeni, žlčníku, dvanástnik(napríklad s opisthorchiázou, fasciolózou, klonorchiázou, dikroceliózou, trichostrongylózou). Výskum ankylostomickej choroby. Na diagnostiku ankylostomickej choroby sa používajú metódy obohatenia podľa Kalantaryana alebo Fulleborna. Pre diferenciálnu diagnostiku ankylostomity a nekatoriózy sa odporúča metóda kultivácie lariev podľa Harada - Mori, modifikovaná Maruashvili et al. Na filtračný papier s rozmermi 16 x 3,5 sa nanesie tenká vrstva výkalov tak, aby okraje papiera zostali voľné. Papier s výkalmi sa vloží do 0,8-litrovej nádoby a naplní sa vodou tak, aby spodný okraj papiera zbavený výkalov bol ponorený do vody. Nádoba sa umiestni do termostatu pri teplote 28 °C na 5-6 dní. Filariformné larvy, ktoré sa počas tejto doby vyvinuli z vajíčok, zostupujú pozdĺž filtračného papiera a usadia sa na dne nádoby. Na konci inkubácie sa filtračný papier vyberie z nádoby a kvapalina sa skúma pod lupou. V pochybných prípadoch sa kvapalina odstredí a sediment sa skúma pod mikroskopom. Testy na pľúcnu helmintiázu.

Na detekciu vajíčok helmintov vo výkaloch sa používa metóda postupného premývania. Malá časť výkalov sa zmieša s vodou v Petriho miske a nechá sa, kým sa suspendované častice neusadia. Vrstva supernatantu sa vypustí a nahradí sa čistou vodou. Postup sa niekoľkokrát opakuje, kým sa nezíska číry supernatant, premytý sediment sa skúma pod mikroskopom. Používa sa niekoľko vzoriek výkalov. Testy na trichinelózu (detekcia lariev Trichinella). Pri kompresnej metóde sa kúsok bicepsu alebo gastrocnemia (v blízkosti šliach), chirurgicky odobratý asepsou, rozštiepi na samostatné tenké vlákna pomocou pitevných ihiel, stlačí sa medzi dve podložné sklíčka v kvapke 50 % roztoku glycerínu tak, aby prípravok je tenký a transparentný. Pod mikroskopom s tmavým zorným poľom sú dobre viditeľné larvy Trichinella. Účinné je vyšetrenie niekoľkých svalov v kompresoriách používaných vo veterinárnej a sanitárnej praxi alebo v špeciálnych trichineloskopoch.

Bechmanova metóda trávenia: 1 g rozdrvených svalov sa naleje do 60 ml umelej žalúdočnej šťavy (0,5 g pepsínu; 0,7 ml koncentrovanej kyseliny chlorovodíkovej; 100 ml vody) a udržiava sa 18 hodín v termostate pri teplote 37 °C, vrchná vrstva kvapaliny sa vypustí, k sedimentu sa pridá teplá voda (37-45°) a naleje sa do Behrmannovho prístroja. Po hodine sa kvapalina vypustí do skúmavky, odstredí sa a sediment sa preskúma. Ak sú larvy uzavreté vo zvápenatených tobolkách, najskôr sa odvápnia v roztoku kyseliny chlorovodíkovej, dusičnej alebo sírovej. Biologický test: kúsky skúmaných svalov sa kŕmia bielymi myšami alebo potkanmi, u ktorých sa po 2 až 3 dňoch môžu v obsahu dvanástnika zistiť zrelé Trichinella a po 2 až 3 týždňoch. - larvy vo svaloch bránice a jazyka. Pri použití helmintologických rezov sa kúsky svaloviny fixujú v Bouinovej, Zenkerovej alebo inej tekutine.Zvyčajným spôsobom sa rezy pripravujú na mikrotóme a farbia sa Delafieldovým hematoxylínom.

Testy na cysticerkózu. Voľným okom sa vyšetrí kúsok svalu, väzivo, podkožné uzliny a pod., opatrne sa izoluje cysticercus (belasý priesvitný mechúrik veľký 1-2 cm), rozdrví sa medzi dvoma podložnými sklíčkami v kvapke glycerínu a vyšetrí sa pod mikroskopom. Na stanovenie životaschopnosti cysticerkov izolovaných z tkanív sa tieto uchovávajú v 50% roztoku žlče v izotonickom roztoku chloridu sodného v termostagu pri t° 37°; po 10-60 minútach sa hlavička životaschopného cysticerku otočí smerom von.Zvápenatené cysticerky sa predbežne hodinu odvápňujú 4% roztokom kyseliny dusičnej. Testy na schistosomiázu. Vyšetrenie moču: aspoň 5 ml moču zozbieraného uprostred dňa sa na 30 minút vloží do kónického pohára, potom sa scedí.

Pomocou pipety sa na podložné sklíčko nanesie kvapka močového sedimentu, pripraví sa náter a vyšetrí sa pod mikroskopom s malým zväčšením. Pridanie 1-2 kvapiek 50% roztoku glycerolu do sedimentu výrazne prečistí sediment a uľahčí jeho vyšetrenie. Môže sa použiť odstreďovanie (najmä pri nízkej intenzite invázie). Čerstvá vzorka moču sa umiestni do 2 centrifugačných skúmaviek s objemom 10 ml a centrifuguje sa pri 1000-1500 ot./min. počas 5-10 minút. Zo sedimentu sa pripravia prípravky a skúmajú sa pod mikroskopom s malým zväčšením. Do prípravkov môžete pridať 1-2 kvapky farbiva (Lugolov roztok alebo 1-2% vodný roztok metylénovej modrej). Tým sa vytvorí farebné pozadie, ktoré uľahčuje identifikáciu vajíčok schistosome. Pri štúdiu výkalov sedimentačnou metódou zmiešajte v kónickom pohári s objemom 200 ml 1 g výkalov s 1-2 ml rozpúšťadla (50% roztok glycerínu a izotonický roztok chloridu sodného v pomere 1:1). Obsah zrieďte rozpúšťadlom na objem nádoby a nechajte 20-30 minút usadiť. Supernatant sa odstráni a zrazenina sa skúma pod mikroskopom.

Na získanie najlepšej koncentrácie by sa mala zrazenina resuspendovať v rozpúšťadle, aby sa získala suspenzia, a nechať stáť v kónickej kadičke 10 minút. Sediment zo spodnej vrstvy sa odoberie Pasteurovou pipetou, 2 kvapky sa dajú na podložné sklíčko, prikryjú sa krycím sklíčkom a skúmajú sa pod mikroskopom. Pri použití Ritchieho sedimentačnej metódy sa približne 2 g stolice zmiešajú v nádobe s 10 ml izotonického roztoku chloridu sodného a umiestnia sa do 15 ml centrifugačnej skúmavky. Skúmavka sa uzatvorí a pretrepáva 30 sekúnd. Zátka sa odstráni a obsah sa odstreďuje 2 minúty pri 2000 ot./min. Po odstredení sa supernatant scedí, k sedimentu sa pridá 10 ml 10 % roztoku formaldehydu, dôkladne sa premieša a zmes sa nechá stáť 5 minút. Pridajte do nej 3-4 ml éteru, skúmavku uzatvorte zátkou, pretrepte, odstráňte zátku a odstreďujte 2 minúty.

Detritus sa odstráni aplikátorom, supernatantová zmes formalínu a éteru sa vyleje, sediment zo spodnej vrstvy sa odoberie Pasteurovou pipetou a skúma sa pod mikroskopom s malým zväčšením. Kvantitatívne metódy diagnostiky helmintiáz sa používajú v prípade potreby na určenie intenzity invázie. Tieto metódy umožňujú posúdiť účinnosť odčervenia, zhodnotiť účinok rôznych antihelmintík a môžu slúžiť aj ako kontrola prebiehajúcej hromadnej liečby a preventívnych opatrení. Práca s výkalmi v laboratóriu. Na účely štúdie sa výkaly odoberajú z rôznych miest po častiach do sklenených alebo plastových nádob, parafínových pohárov, na ktoré sa umiestni štítok s priezviskom, krstným menom, priezviskom, vekom a adresou vyšetrovanej osoby. Množstvo výkalov by malo byť aspoň 1/4 šálky, pretože... malé časti výkalov rýchlo vysychajú a vajíčka v nich sa deformujú. Okrem toho môže byť potrebné zopakovať štúdiu pomocou iných metód. Výkaly na výskum by mali byť doručené do laboratória do 1 dňa. po defekácii a pri testovaní na strongyloidózu bezprostredne po defekácii.

Ak je potrebné materiál skladovať na dlhší čas a na prepravu, kvapalina Barbagallo (8,5 g kuchynskej soli a 30 ml formalínu sa rozpustí v 1000 ml vody) alebo kvapalina Shurenkova (1900 ml 0,2% vodného roztoku dusičnan sodný, 250 ml silného Lugolovho roztoku, 300 ml neriedeného formalínu, 25 ml glycerínu); alebo roztoky pracieho prášku: 1% roztok lotosu alebo 1,5% roztok Extra (v hmotnostnom pomere fekálií a roztoku pracieho prášku 1:5). Po testoch sa misky dezinfikujú: varia sa alebo sa uchovávajú 5 hodín v 5% roztokoch fenolu, lyzolu, 2% roztoku krezolu. Pri registrácii výsledkov testov sa mená helmintov označujú podľa modernej nomenklatúry ( Latinský názov). Imunologické diagnostické metódy sú najúčinnejšie pri helmintióze, ktorej patogény žijú priamo v tkanivách alebo migrujú krvným obehom v ranej fáze svojho vývoja a vnútorné orgány vlastník.

Použite alergické reakcie(kožný a intradermálny test) a imunologické reakcie: kruhová precipitačná reakcia (RCR) na diagnostiku trichinelózy; latexová aglutinácia (RLA) s dlhodobým skladovacím diagnostikom na diagnostiku echinokokózy a alveokokózy; nepriama hemaglutinácia(RNGA) na diagnostiku echinokokózy, cerebrálnej cysticerkózy a preimaginálnej fázy askariózy; imunofluorescenčné protilátky (RIFA) na diagnostiku cysticerov a trichinelózy; mikroprecipitácia na larvách (MPL) na diagnostiku háďatiek (preimaginálna fáza askariózy; ankylostomóza, trichinelóza); enzýmová imunoanalýza (IFR) na diagnostiku echinokokózy, alveokokózy, opisthorchiázy, trichinelózy; komplement fixačná reakcia (CFR) na diagnostiku trichinelózy a cysticerkózy. Používajú sa aj reakcie imunoelektroforézy (RIEF) a dvojitej gélovej difúzie (DGD).

Bibliografia: Berezantsev Yu.A. a Avtushenko E.G. Helmintologická skatologická diagnostika, L., 1976; Leikina E.S. Najvýznamnejšie helmintiázy človeka, pp. 335, M., 1967; Jednotné klinické metódy laboratórny výskum ed. V.V. Menshikova, zv. 4, str. 275, M., 1972.

Pri zisťovaní vajíčok helmintov na rôznych objektoch prostredia (pôda, voda, zelenina a pod.) je vždy potrebné zistiť ich životaschopnosť vzhľadom, farbením vitálnymi farbami, kultiváciou v optimálnych podmienkach a vykonaním biologického testu, t.j.

Kŕmenie laboratórnych zvierat.

Stanovenie životaschopnosti vajíčok alebo lariev helmintov podľa vzhľadu. Vajíčka helmintov sa mikroskopujú najskôr pri malom a potom pri veľkom zväčšení. V deformovaných a mŕtvych vajíčkach helmintov je škrupina roztrhnutá alebo ohnutá dovnútra, plazma je zakalená a uvoľnená. V segmentovaných vajíčkach sú drviace gule (blastoméry) nerovnaké veľkosti, nepravidelného tvaru a často posunuté k jednému pólu. Niekedy existujú abnormálne vajíčka, ktoré sa napriek vonkajším deformáciám vyvíjajú normálne. U živých lariev škrkavky je jemná zrnitosť prítomná len v strednej časti tela, odumieraním sa zrnitosť šíri po celom tele a vznikajú veľké lesklé hyalínové vakuoly - takzvané perlové šnúry.

Na stanovenie životaschopnosti zrelých vajíčok škrkaviek, bičíkovcov, škrkaviek by sa aktívne pohyby lariev mali vyvolať miernym zahriatím lieku (na teplotu nepresahujúcu 37 ° C). Vhodnejšie je sledovať životaschopnosť lariev škrkavky a vretenice po ich izolovaní z obalu vajíčka stlačením krycieho sklíčka prípravku pitevnou ihlou alebo pinzetou.

U lariev invazívnych škrkaviek je často vidieť odlupovanie puzdra na hlavovom konci a u lariev bičíkovcov, ktoré ukončili vývoj vo vajíčku, sa na tomto mieste pri veľkom zväčšení nachádza vodič. U mŕtvych lariev helmintov, bez ohľadu na ich umiestnenie (vo vajíčku alebo mimo neho), je zaznamenaný rozpad tela. V tomto prípade sa vnútorná štruktúra larvy stáva blokovou alebo granulovanou a telo sa stáva zakaleným a nepriehľadným. V tele sa nachádzajú vakuoly a na kutikule sa nachádzajú zlomy.

Životaschopnosť taeniidných onkosfér (hovädzí, bravčová pásomnica atď.) je určená pohybom embryí, keď sú vystavené tráviacim enzýmom. Vajíčka sú umiestnené na hodinovom sklíčku so žalúdočnou šťavou psa alebo umelou duodenálnou šťavou. Zloženie posledne menovaného: pankreatín 0,5 g, hydrogénuhličitan sodný 0,09 g, destilovaná voda 5 ml. Poháre hodiniek s vajíčkami sa umiestnia na 4 hodiny do termostatu pri 36-38 C. Súčasne sa živé embryá uvoľnia zo škrupín. Škrupiny živých onkosfér sa rozpúšťajú aj v okyslenom pepsíne a v alkalickom roztoku trypsínu po 6-8 hodinách v termostate pri 38 °C.

Ak umiestnite taenidové vajíčka do 1% roztoku sulfidu sodného alebo 20% roztoku chlórnanu sodného alebo do 1% roztoku chlórovej vody pri 36-38 °C, zrelé a živé embryá sa uvoľnia z membrán a nezmení do 1 dňa. Nezrelé a mŕtve onkosféry sa zmenšujú alebo napučiavajú a prudko sa zväčšujú a potom sa „rozpustia“ v priebehu 10 minút - 2 hodín Živé embryá taenidov sa tiež aktívne pohybujú v zmesi 1% roztoku chloridu sodného, ​​0,5% roztoku hydrogénuhličitanu sodného a žlče pri 36-38 °C.

Životaschopnosť skolexu echinokokov sa určuje pri nízkom zahrievaní. K tomu sa vo vode premyté tobolky scolexu alebo plodu vložia do kvapky vody na podložné sklíčko s otvorom, prikryjú sa krycím sklíčkom a skúmajú sa pod mikroskopom s vyhrievacím stolíkom pri teplote 38 – 39 °C. Ak nie je k dispozícii vykurovací stôl, liek sa zahrieva pomocou akéhokoľvek zdroja tepla. Súčasne sa životaschopný scolex aktívne pohybuje, sťahuje alebo uvoľňuje prísavky, predlžuje a skracuje proboscis. Ak umiestnite scolex na 0,5-1% vodný roztok filiciléne pri izbovej teplote, potom sa všetky životaschopné scolexy rýchlo ukážu a zomrú. Neživotaschopné scolexy nie sú evertované.

Životaschopnosť Adolescaria fascioli zozbieraných na rastlinách a iných objektoch vodných útvarov sa kontroluje ich skúmaním na podložnom sklíčku vo fyziologickom roztoku pod mikroskopom s vyhrievacím stolíkom. Keď sa larvy trematód zahrejú, začnú sa pohybovať.

Životaschopnosť vajíčok trpasličích pásomníc je určená umiestnením háčikov na embryu.

V živých vajíčkach pásomnice trpasličej dochádza k pomalým kyvadlovým pohybom protoplazmy a takmer nepostrehnuteľnému oddeľovaniu a posúvaniu zahrotených koncov bočného páru háčikov do strán od stredného páru.

Kontrakcie protoplazmy embrya a embryonálnych háčikov pomáhajú embryu uvoľniť sa najskôr z membrán onkosféry a potom z vonkajšieho obalu vajíčka.

V živom vajci sú stredný pár a bočné páry háčikov umiestnené paralelne, v niektorých vajciach sú čepele bočných párov blízko seba a sú umiestnené v uhle menšom ako 45° vzhľadom na stredný pár háčikov.

Umierajúce embryo sa kŕčovito sťahuje a pomaly odďaľuje háčiky. V mŕtvom embryu sa pohyb háčikov zastaví a sú umiestnené neusporiadane; niekedy sú háčiky bočné k susednému páru posunuté od seba v pravom, tupom alebo ostrom uhle.

Niekedy sa pozoruje zvrásnenie embrya a tvorba granulácie. Presnejšia metóda je založená na objavení sa pohybov onkosféry počas prudkej zmeny teploty: od 5-10 do 38-40 ° C.

Stanovenie životaschopnosti nedospelých háďatiek by sa malo študovať vo vlhkej komore (Petriho misky), vajíčka škrkaviek v 3 % roztoku formaldehydu pripraveného v izotonickom roztoku chloridu sodného pri teplote 24-30 °C, vajíčka škrkavky v 3 % roztoku % roztoku kyseliny chlorovodíkovej pri teplote 30 – 35 °C, vajíčka zapichneme do izotonického roztoku chloridu sodného pri teplote 37 “C. Petriho misky otvárajte 1-3x týždenne kvôli lepšiemu prevzdušneniu a filtračný papier navlhčite čistou vodou.

Pozorovania vývoja vajíčok helmintov sa vykonávajú najmenej 2-krát týždenne. Absencia príznakov vývoja v priebehu 2-3 mesiacov naznačuje ich neživotaschopnosť. Známky vývoja vajíčok helmintov sú najskôr štádiami drvenia, rozdeľovaním obsahu vajíčka na samostatné blastoméry. Počas prvého dňa sa vyvinie až 16 blastomér, ktoré prechádzajú do druhého štádia - morula atď.

Vajíčka húsenice sa pestujú v sklenenom valci (50 cm vysoký a 7 cm v priemere) uzavretom zátkou. Na dno valca sa pomocou sklenenej trubice opatrne naleje zmes rovnakých objemov sterilného piesku, dreveného uhlia a výkalov s vajíčkami machovca, zriedená vodou na polotekutú konzistenciu. Počas 1-2 dní usadzovania v tme pri teplote 25-30 °C sa z vajíčok vyliahnu rabditiformné larvy, ktoré sa po 5-7 dňoch stanú filariformnými: larvy vyliezajú po stenách valca, kde sú viditeľné aj voľným okom. Vajíčka trematód, ako sú opisthorchiidy, diphyllobothriidy, fascioly atď., ktoré sa prirodzene vyvíjajú vo vode, sa umiestnia na hodinové sklíčko, Petriho misku alebo do inej nádoby a nalejú sa malou vrstvou obyčajnej vody. Pri pestovaní vajíčok Fasciola treba brať do úvahy, že v tme sa rýchlejšie vyvíjajú, pričom miracidium sa tvorí v živých vajíčkach pri teplote 22-24 °C po 9-12 dňoch. Pri mikroskopovaní vyvíjajúcich sa vajíčok motolice sú pohyby miracidia jasne viditeľné. Miracidium fasciola vychádza zo škrupiny vajíčka iba na svetle. Počas kultivácie sa voda mení po 2-3 dňoch.

Hýdavec a strongyloidné larvy sa kultivujú na agare v Petriho miske so živočíšnym uhlím. Po 5-6 dňoch v termostate pri teplote 26-30 °C sa larvy plazia po agare a zanechávajú za sebou cestu baktérií (Fullebornova metóda).

Metóda Haradu a Moriho (1955). Pridajte 7 ml destilovanej vody do skúmaviek umiestnených na stojane. Pomocou drevenej tyčinky odoberte 0,5 g výkalov a urobte rozmazanie na filtračný papier (15 x 150 mm) 5 cm od ľavého okraja (táto operácia sa vykonáva na hárku papiera na ochranu povrchu laboratórnej lavice). Potom sa prúžok s náterom vloží do skúmavky tak, aby ľavý koniec bez náteru dosiahol dno skúmavky. Horný koniec je pokrytý kúskom celofánu a pevne obalený elastickým pásom. Na skúmavku sa napíše číslo a priezvisko vyšetrovanej osoby. V tomto stave sa skúmavky skladujú 8-10 dní pri teplote 28 °C. Ak chcete študovať kultúru, odstráňte celofánový kryt a vyberte pásik filtračného papiera pomocou pinzety. Pri tomto postupe je potrebné postupovať opatrne, pretože malé množstvo infekčných lariev sa môže presunúť na horný koniec filtračného papiera alebo na stranu skúmavky a preniknúť pod povrch celofánu.

Skúmavky sa umiestnia na 15 minút do horúceho vodného kúpeľa s teplotou 50 °C, potom sa ich obsah pretrepe a rýchlo naleje do 15 ml skúmavky, aby sa larvy usadili. Po odstredení sa supernatant odstráni a sediment sa prenesie na podložné sklíčko, prikryje sa krycím sklíčkom a mikroskopicky sa skúma pri malom zväčšení.

Na diferenciálnu diagnostiku filariformných lariev je potrebné použiť údaje uvedené v tabuľke. 13.

Metódy farbenia vajíčok a lariev helmintov. Mŕtve tkanivá vo väčšine prípadov vnímajú farby rýchlejšie ako živé. Tieto znaky sa používajú v helmintológii na určenie životaschopnosti vajíčok a lariev helmintov. V niektorých prípadoch sú však niektoré farby lepšie vnímané živými tkanivami ako mŕtvymi.

Tabuľka 13. Diferenciálna diagnostika filárovitých lariev A. duodenale, N. americanus, Strongyloides stercoralis, Trichostrongylus spp.

Na rozdielne rozpoznávanie živých a mŕtvych vajíčok a lariev sa používajú nasledujúce farby a metódy.

Leukobase metylénová modrá sa používa na farbenie živých a mŕtvych tkanív. Živá bunka alebo tkanivo redukuje metylénovú modrú na bezfarebnú leukobázu, mŕtve tkanivo túto schopnosť nemá, preto získava farbu.

Na farbenie vajíčok škrkavky môžete použiť metylénovú modrú v roztoku kyseliny mliečnej so žieravinou (0,05 g metylénovej modrej, 0,5 g hydroxidu sodného, ​​15 ml kyseliny mliečnej). Živé vajcia nevnímajú farbu, embryá mŕtvych vajíčok zmodrajú.

Metóda farbenia nie je použiteľná pre nezrelé vajíčka škrkaviek a bičíkovcov; pigmentovaná škrupina je zafarbená, a preto nie je vidieť, či je zárodočná bunka vo vnútri vajíčka zafarbená.

Farbenie lariev škrkavky zásaditým roztokom briliantkrezylovej modrej farby v koncentrácii 1:10 000 sa vykonáva takto: na podložné sklíčko sa nanesie kvapka tekutiny s vajíčkami škrkavky a kvapka roztoku základnej farby. Preparát sa prekryje krycím sklíčkom, ktoré sa pri miernom poklepávaní pitevnou ihlou tesne pritlačí k preparátu. Počet objavujúcich sa lariev a stupeň ich zafarbenia sa pozoruje pod mikroskopom, potom sa po 2-3 hodinách znova vyšetrí ten istý prípravok. Za živé sa považujú len nedeformované larvy, ktoré sa nefarbili 2 hodiny. Mŕtve larvy sa zafarbia, keď škrupina sa zlomí (čiastočne alebo úplne).

Možnosť farbenia prípravkov roztokom jódu je indikovaná pri stanovení životaschopnosti vajíčok škrkavky vtáčej. V tomto prípade sa ako farbivo používa 5%. alkoholový roztok Yoda. Pri aplikácii na prípravok sa embryá mŕtvych vajíčok Ascaridia v priebehu 1-3 s sfarbia do oranžova. Mŕtve vajíčka opisthorchis a onkosféry pásomnice hovädzieho dobytka sa zafarbia roztokom toluidínovej modrej (1:1000) a mŕtve onkosféry pásomnice hovädzieho dobytka sa zafarbia roztokom brilantnej kresylovej modrej (1:10 000). Zároveň embryá a škrupiny mŕtvych aj živých vajec získavajú farbu. Preto sa vajíčka a onkosféry po farbení umyjú v čistej vode a dodatočne zafarbia safranínom (zriedeným 1:10 000 v 10% roztoku alkoholu). Alkohol zo škrupín odstráni farbu a safranín im dodá červenú farbu. Výsledkom je, že živé vajcia sčervenajú, embryo mŕtvych sa zmení na modré a škrupina zostane červená. Mŕtve embryá onkosfér pásomnice hovädzieho dobytka sa rýchlo, v priebehu niekoľkých minút, zafarbia jasne červenou alebo ružovou farbou safranínom alebo modrou brilantnou kresylovou modrou pri riedení 1:4000 alebo indigokarmínom pri riedení 1:1000-1:2000.

Živé embryá sa vplyvom týchto farbív nemenia ani po 2-7 hodinách.

Na určenie životaschopnosti vajíčok pásomnice trpasličích sa odporúča použiť tieto farby: 1) brilantná kresylová modrá (1:8000) - po 1 hodine sa onkosféra mŕtvych vajíčok obzvlášť jasne zafarbí, čo ostro vynikne na svetle alebo bezfarebné pozadie zvyšku vajíčka; 2) safranín: zriedený 1:8000 s expozíciou počas 2 hodín a 1:5000 počas 3-5 hodín; 3) 50% roztok kyseliny pyrogalovej v riedení 1:2 - pri vystavení 1 hodine pri teplote 29-30 “C (čím nižšia teplota, tým dlhší je proces farbenia).

Živé plerocerkoidy pásomnice sa veľmi dobre farbia vodným roztokom (1:1000) neutralrot po dobu 5-20 minút. Na získanie pretrvávajúcej ružovej farby, ktorá nezmizne do 5 dní a neovplyvňuje motilitu plerocerkoidov, zvyčajne stačí 10 minút. Stupeň sfarbenia sa kontroluje prezeraním lariev v čistom izotonickom roztoku chloridu sodného, ​​na tento účel sa z náteru pravidelne odstraňujú plerocerkoidy. Na farbenie mŕtvych plerocerkoidov je vhodné použiť metylénovú modrú.

R. E. Chobanov a kol., (1986) navrhli metódu stanovenia životaschopnosti vajíčok a lariev hlíst pomocou „rubrínového“ pigmentu získaného kultiváciou plesne Peniciliium rubrum ako farbiva. Na tento účel použite 3% vodný roztok farbiva.

Proces farbenia vajíčok a lariev je ukončený po 1,5 hodine.Neživotaschopné vajíčka háďatiek, pásomníc hovädzieho dobytka a trpasličích pásomníc, háčkovitých červov, trichostrongyloidov získavajú intenzívnu ružovú farbu, larvy háďatiek a trichostrongyloidov sčervenajú. Menej jasná farba sa pozoruje vo vajíčkach škrkaviek a bičíkovcov, pretože po uvoľnení z čriev už majú tmavohnedú farbu: životaschopné vajíčka a larvy nie sú sfarbené.

Fyzikálno-chemické metódy na stimuláciu uvoľňovania miraculidu z vajíčok motolice. S. M. German a S. A. Beer (1984) vyvinuli metódy na stanovenie životaschopnosti vajec opisthorchidných a dikrocéliových vystavením vajec reakčnému médiu. Ak sú nažive, miracidium sa uvoľní. Metódy sú založené na fyzikálno-chemickej aktivácii liahnej žľazy miracidium a stimulácii motorickej aktivity larvy. Stimulácia sa dosiahne vystavením vajíčok trematódy špeciálnemu reakčnému médiu v kombinácii so sekvenčnými technikami – vytvorenie teplotného rozdielu, vysušenie suspenzie vajíčok, vystavenie slabému toku tekutiny v testovacej kvapke, ktoré prispievajú k masívnemu uvoľneniu miracidií z vajcia.

Stanovenie životaschopnosti opisthorchidných vajec metódou Hermana a Beera. Suspenzia vajec vo vode (kohútik, usadená) sa vopred ochladí na 10-12 °C. Všetky nasledujúce operácie sa uskutočňujú pri teplote miestnosti (18-22 °C). Do centrifugačnej skúmavky sa pridá jedna kvapka (približne 0,05 ml) suspenzie obsahujúcej 100 až 400 vajec. Skúmavky sa umiestnia do stojana na 5-10 minút, aby sa vajíčka usadzovali. Potom pomocou úzkeho prúžku filtračného papiera opatrne odsajte prebytočnú vodu, kým sa úplne neodstráni. Pridajte 2 kvapky média do skúmavky, pretrepte, preneste obsah pipetou na podložné sklíčko a nechajte pôsobiť 5-10 minút, pričom mierne pretrepte (alebo umiestnite pod sušič vlasov), aby sa v testovacej kvapke vytvorili slabé prúdy tekutiny. pozastavenie. Táto operácia, ktorá napodobňuje peristaltiku čreva mäkkýšov, umožňuje aktivovať uvoľňovanie miracidií. Potom sa k suspenzii pridajú ďalšie 2 kvapky média a prípravok sa mikroskopuje pomocou bežného svetelného mikroskopu (X200). Počas tejto doby by sa malo otvoriť veko vajíčok s životaschopným miracidiom a larva sa aktívne vynorí do prostredia. Vďaka prítomnosti etanolu v ňom je miracidium imobilizované po 3-5 minútach a potom zafarbené farbivom nachádzajúcim sa v médiu. Výsledkom je, že miracidia sa ľahko detegujú a počítajú.

Príprava reakčného média. Médium sa pripraví v 0,05 M Tris-HCi pufri pri optimálnych podmienkach pH 8,0-9,5. Do tlmivého roztoku sa pridáva etanol až do 10-13% a farbivo (safranín, metylénová modrá a iné pracujúce v rozmedzí pH), kým kvapalina nie je mierne zafarbená (napríklad pre safranín bude jej konečná koncentrácia 1:50 000). Môžete použiť iný tlmivý roztok, ktorý funguje v alkalických limitoch pH, ​​napríklad 0,05 M fosfát (pH 8,5). Preto médium obsahuje 96% etanolu - 12 dielov; farbivo (materský roztok) - 1-10 dielov; 0,05 M Tris-NS! pufer (pH 8,5-9,5) - až 100 dielov. Príklad média: 12 dielov 96% etanolu, 1 diel nasýteného roztoku safranínu, zvyšok do 100 dielov - 0,05 M Tris-HCl tlmivý roztok, pH 9,5.

Stanovenie životaschopnosti vajíčok dikrocélia metódou Hermana, Beera, Stratana. Kvapka suspenzie obsahujúcej 100 až 150 vajíčok motolice sa umiestni do centrifugačnej skúmavky na 1 až 2 minúty, aby sa vajíčka sedimentovali. Kvapalina sa potom opatrne vysuší pomocou prúžku filtračného papiera. Pridajte 1-2 kvapky reakčného média pomocou Pasteurovej pipety a inkubujte vo vodnom kúpeli pri 28-30 °C počas 2-3 minút. Zloženie média: 6 dielov butanolu, 94 dielov 0,4% roztoku chloridu sodného alebo 0,3% roztoku chloridu draselného v destilovanej vode. Vajcia v médiu sa prenesú pipetou na podložné sklíčko a nechajú sa 1,5 – 2 hodiny pri izbovej teplote (18 – 22 °C), pričom sa každých 25 – 30 minút pridávajú 1 – 2 kvapky (0,05). ml) roztoku butanolu v destilovanej vode. Potom sa preparát skúma pod mikroskopom pri 100- až 200-násobnom zväčšení. Životaschopnosť je určená počtom otvorených vajíčok s uvoľnenými miracidiami. Butanol preniká cez póry škrupiny vajec, dostáva sa k miracidiám a aktivuje ich. Inkubácia pri uvedenej teplote podporuje tento proces. Butanol v koncentrácii 3-7% je škodlivý pre miracidium vychádzajúce z vajíčka. Prenesenie suspenzie vajíčok zo skúmavky na podložné sklíčko umožňuje v čase uvoľnenia miracidia (po 30-40 minútach) znížiť koncentráciu butanolu v dôsledku odparovania na bezpečnú úroveň (1,5-0,5%). Prítomnosť chloridu sodného v médiu v koncentrácii 0,1-0,5% (alebo chloridu draselného v koncentrácii 0,05-0,4%) určuje aktivitu uvoľneného miracídia. Na rozdiel od malých priehľadných vajíčok opisthorcha majú vajíčka dicrocelium tmavú škrupinu, majú jasne viditeľnú čiapočku, ktorá sa otvára po vynorení miracídia. Preto je vhodnejšie posúdiť životaschopnosť vajíčok dikrocélia skôr počítaním otvorených vajíčok ako farbením a počítaním miracidií.

Luminiscenčná metóda na štúdium vajíčok a lariev helmintov.

Prvýkrát v helmintologickej praxi sa metódy fluorescenčnej mikroskopie použili v roku 1955. Uvádza sa, že fluorescenčná mikroskopia umožňuje rozlíšiť živé a mŕtve predmety bez poškodenia vajíčka. Na fluorescenciu sa nepoužili UV lúče, ale modrofialová časť viditeľného svetla s konvenčným mikroskopom a sklíčkami; Pre iluminátor OI-18 bola použitá špeciálna sada farebných filtrov.

Zistilo sa, že živé a mŕtve vajíčka škrkaviek, škrkaviek, trpasličích pásomníc, hovädzích pásomníc, širokých pásomníc a iných helmintov fluoreskujú odlišne. Tento jav je pozorovaný ako počas primárnej luminiscencie bez použitia farbív, tak aj pri farbení fluorochrómmi (akridínová oranž, koryfosfín, primulín, aurolín, berlerín sulfát, trypaflavín, rivanol, chinín atď.).

Nefarbené, živé, nesegmentované vajíčka škrkavky žiaria jasnozelenou farbou so žltkastým odtieňom; v mŕtvych vajciach škrupina vyžaruje zelené svetlo oveľa jasnejšie ako tmavozelená embryonálna škrupina; Vo vajíčkach škrkavky s larvou sa objavuje iba škrupina a v mŕtvych vajíčkach je škrupina aj larva jasne žltá.

Nepigmentované a nesegmentované živé vajíčka pinworms a trpasličích pásomníc vyžarujú zelenožlté svetlo; V odumretých vajíčkach škrupina intenzívne luminiscuje na pozadí tmavozelenej embryonálnej hmoty. Pri sekundárnej luminiscencii (pri farbení akridínovou oranžou v riedení 1:10 000 a 1:50 000 od 30 minút do 2 hodín) luminiscencia živých a mŕtvych hlíst, motolíc a cestód odlišne.

Škrupina živých a mŕtvych Ascaris lumbricoides, Toxocara leonina, Enterobius vermicularis, Hymenolepis nana, H.fraterna, H. diminuta, T.saginatus, D.latum je sfarbená do oranžovočervena. Embryá živých Asc. lumbricoides, T.leonina, H.diminuta, D.latum a onkosféry pásomnice hovädzieho dobytka fluoreskujú matne tmavozelenou alebo šedozelenou farbou. Mŕtve embryá týchto vajíčok helmintov vyžarujú „horiace“ oranžovo-červené svetlo. Živé larvy červov a toxocara (uvoľnené vaječné škrupiny) vyžarujú tlmené šedozelené svetlo, keď uhynú, farba sa zmení z hlavy na „horiacu“ svetlozelenú, potom žltú, oranžovú a nakoniec jasne oranžovú.

Pri farbení fluorochrómmi - coryphosphilus, primulín - mŕtve vajíčka škrkaviek a bičíkovcov vykazujú žiaru od fialovožltej po medenočervenú. Životaschopné vajíčka neluminiscujú, ale sú natreté tmavozelenou farbou. Živé vajíčka motolice Paragonimus westermani a Clonorchis sinensis pri farbení akridínovou oranžovou neluminiscujú, ale mŕtve vajíčka vyžarujú žltozelené svetlo.

Na stanovenie životaschopnosti lariev helmintov možno použiť aj luminiscenčnú metódu. Tak žiaria strongylátové a rhabditatus larvy fluorochrómované roztokom akridínovej oranžovej (1:2000): živé - zelené (s odtieňom), mŕtve - jasne oranžovým svetlom. Živé larvy Trichinella nežiaria alebo žiaria slabo, keď sú ošetrené 10 minút roztokmi fluoresceín izotiokyanátu, auramínu atď. Fluorochrómované mŕtve larvy (v koncentrácii 1:5000) jasne žiaria.

Živé miracidia vychádzajúce z škrupiny vyžarujú tlmené modrasté svetlo so sotva znateľným svetložltým korolom riasiniek, ale 10-15 minút po smrti sa objavia s jasným „horiacim“ svetlozeleným a potom oranžovo-červeným svetlom.

Pred vykonaním liečby a preventívnych opatrení pre niektoré helmintiázy poľnohospodárskych a úžitkových zvierat je potrebné včas presne diagnostikovať ochorenie. Existujú dve skupiny metód diagnostiky helmintiázy - intravitálna a postmortálna. Okrem toho treba vedieť odlíšiť helmintiázy od iných invazívnych a infekčných ochorení.

Intravitálna diagnostika helmintiáz

Diagnóza helmintiáz počas života zvierat sa robí na základe výsledkov laboratórne metódy výskumné a diagnostické odčervenie (priame metódy), ako aj imunobiologické reakcie (nepriame metódy). Podpornú úlohu v diagnostike helmintiáz zohrávajú údaje zo štúdií medzihostiteľov (pre biohelmintiázu), klinické a epizootologické pozorovania. Hlavnými diagnostickými metódami sú laboratórne testy, ktoré často umožňujú detekciu patogénov helmintiázy alebo ich vajíčok a lariev vo výkaloch (výkaly, moč, spútum), sekrétoch (žlč), tkanivách (krv, svaly), orgánoch (kúsky kože), v obsah bodiek a abscesov .

Laboratórne metódy na diagnostikovanie hlístových infekcií u zvierat sa dajú ľahko vykonávať a sú pomerne presné, takže sa široko používajú v výrobné podmienky(vo veterinárnych laboratóriách a iných veterinárnych inštitúciách). V závislosti od zamýšľaného účelu je laboratórny výskum rozdelený na helmintoskopické, helmintolarvoskopické a helmintoskopické metódy výskumu.

Helmintolarvoskopické metódy výskum sa používa na detekciu lariev helmintov (dictyocaulus, mulleria atď.). Z tejto skupiny sa často používa štúdium výkalov pomocou metód Berman-Orlov a Vaid.

Helmintoskopické alebo makrohelmintoskopickéštúdie slúžia na diagnostické účely na detekciu helmintov alebo ich fragmentov (segmentov hniezd) vypustených vonku. IN praktické podmienky Pomocou tejto metódy sa diagnostikuje askarióza u ošípaných, drepanidoteniaza u husí a iné helmintiázy.

Z laboratórnych metód diagnostiky helmintiáz u zvierat najviac praktický význam majú: a) helmintokoprologické štúdie (vyšetrenie výkalov); b) štúdium sekrétov z iných orgánov; c) vyšetrenie tkaniva.

Helmintokoprologické štúdie

Na rovnaké účely bolo navrhnuté špeciálne zariadenie pozostávajúce z oceľových čeľustí, prechodových vetiev a dvoch polguľových plôch pripevnených k vetvám. Odber trusu z konečníka zvierat pomocou tohto zariadenia uľahčuje prácu veterinárnym pracovníkom a zvyšuje výrobnú úroveň tejto manipulácie.

U králikov sa výkaly v množstve niekoľkých guličiek odstránia stlačením na brušnú stenu v oblasti konečníka. Niekedy je prijateľné odobrať vzorky výkalov z podlahy, ak sú čerstvé a viete, z akého zvieraťa sú. Z jedného zvieraťa sa odoberie najmenej 10-20 g výkalov. Od vtákov, kožušinových zvierat, psov, mačiek a voľne žijúcich predátorov (v zoologických záhradách) sa zbierajú výkaly z čistej podlahy klietok (skupinové vzorky).

Všetky vzorky výkalov sú označené: pozdĺž okraja vrecka alebo listu papiera (kde sa nedostanú do kontaktu s exkrementmi) je ceruzkou napísané číslo vzorky (niekedy aj meno kráv). Vzorky výkalov sú sprevádzané inventárom, ktorý uvádza názov farmy, tím, druh, pohlavie a vek zvierat (u dospelých - meno alebo inventárne číslo) a dátum odberu vzoriek. V sprievodnom dokumente je vhodné uviesť účel výskumu výkalov (napríklad sledovať vykonané odčervenie). Je potrebné pokúsiť sa rýchlo doručiť vzorky výkalov do veterinárneho laboratória a bezodkladne ich vyšetriť, pretože pri izbovej teplote po 16-20 hodinách vychádzajú z vajíčok črevných strongylov larvy, čo sťažuje diagnostiku diktyokaulózy a protostrongylidózy, nakoľko ako aj iné hlístové infekcie.

Ak sa vzorky výkalov v deň odberu nevyšetria, umiestnia sa do chladničky alebo pivnice pri teplote nepresahujúcej 10 °C. Dezinfekčné prostriedky nezastavujte vývoj lariev vo vnútri vajíčok helmintov. Výsledky fekálneho vyšetrenia sa zaznamenávajú do špeciálneho denníka.

Zariadenia na helmintokoprologický výskum. Spoľahlivosť helminth-koprologických štúdií do značnej miery závisí od kvality laboratórneho vybavenia. V roku 1968 bol na Ukrajine vyvinutý súbor štandardných zariadení na hromadné testovanie výkalov na helmintové infekcie. Pozostáva z predmetov vyrobených predovšetkým z nárazuvzdorného polystyrénu v dvoch farbách, ktoré sa ľahko umývajú a neutralizujú (odolajú vyváraniu) a sú tiež vhodné na prepravu. Sada obsahuje poháre rôzne kapacity, lieviky, kónické skúmavky, sitká rôznych veľkostí, stojan s piatimi lamelami (každá na šesť lievikov), kyvety (podľa veľkosti stojana), boxy na odkladanie riadu, ale aj gumené žiarovky, sklenené tyčinky a kovové slučky (obr. 1).

Oproti doteraz používanému heterogénnemu zariadeniu nový set zvyšuje efektivitu laboratórnych testov trusu a produktivitu práce veterinárnych pracovníkov, umožňuje širšiu škálu kvantitatívnych helminto-koprologických štúdií štandardizovanými metódami (kontrola odčervenia) a tiež zlepšuje estetická stránka táto práca.

Existujú kvalitné a kvantitatívnych metód fekálne štúdie.

Kvalitatívne helmintokoprologické štúdie

Metódy kvalitatívneho výskumu umožňujú určiť, ktorými helmintmi sú zvieratá infikované.

Helminthoovoskopické metódy. Na intravitálnu diagnostiku helmintových infekcií bolo navrhnutých veľké množstvo metód helmintovej ovoskopie, z ktorých budeme brať do úvahy len tie, ktoré sa častejšie používajú vo veterinárnej praxi.

Väčšina helmintokoprologických diagnostických metód je založená na rozdiele špecifickej hmotnosti vajíčok, lariev hlíst alebo ich fragmentov na jednej strane a kvapaliny, v ktorej sú študované výkaly suspendované, na strane druhej. V závislosti od pomeru špecifickej hmotnosti týchto zložiek sa rozlišujú flotačné, sedimentačné a kombinované metódy.

Flotačné metódy. Pri flotačných (plávajúcich) metódach sa používajú kvapaliny (nasýtené roztoky solí), ktorých merná hmotnosť je väčšia ako hmotnosť vajíčok helmintov. V laboratórnej praxi je najpoužívanejším roztokom nasýtený roztok kuchynskej soli (merná hmotnosť 1,18). Na prípravu takéhoto roztoku sa do hrnca s vriacou vodou za stáleho miešania postupne pridáva chlorid sodný, kým sa na dne nevytvorí malý sediment (asi 400 g kuchynskej soli na 1 liter vody). Horúci roztok sa prefiltruje do fľaše cez niekoľko vrstiev gázy alebo vaty a po ochladení sa použije (na dne fľaše by sa mala vytvoriť kryštalická zrazenina).

Menej často sa vo veterinárnych laboratóriách používajú nasýtené roztoky síranu horečnatého so špecifickou hmotnosťou 1,35 (920 g na 1 l horúca voda), hyposiričitan sodný so špecifickou hmotnosťou 1,37 až 1,41 v závislosti od teploty životné prostredie(1750 g na 1 liter horúcej vody) a dusičnanu sodného s mernou hmotnosťou 1,4 (pomer dusičnanov k horúcej vode 1:1).

Fulleborn metóda vyznačuje sa jednoduchosťou implementácie a vysoká účinnosť pre väčšinu hlíst a cestodiáz zvierat, preto sa radí na prvé miesto medzi ostatnými helmintokoprologickými diagnostickými metódami. Do skleneného, ​​polystyrénového alebo plastového pohára s objemom 50-100 ml dajte 3-5 g fekálií a za stáleho miešania sklenenou tyčinkou postupne pridávajte nasýtený roztok kuchynskej soli (chloridu sodného) rýchlosťou 15- 20 dielov flotačnej kvapaliny na jeden diel výkalov. Husté ovčie výkaly môžu byť najskôr rozomleté malé množstvo soľný roztok v porcelánovej malte, potom sa suspenzia naleje do pohára a pridá sa požadované množstvo roztoku chloridu sodného. Veľké častice, ktoré sa vznášajú, sa ihneď odstránia tyčinkou a fekálnu suspenziu je vhodné prefiltrovať do iného pohára cez sitko (niekedy sa používajú sitka na mlieko). Po usadení nabitej vzorky počas 45-60 minút sa kovovou slučkou odstránia tri kvapky povrchového filmu, umiestnia sa na podložné sklíčko a mikroskopicky sa skúmajú bez krycieho skla. Po každom teste sa slučky umyjú v pohári vody (namiesto spálenia v alkoholovej lampe, ako sa odporúča v niektorých návodoch).

Kalantariánska metóda- modifikovaná Fullebornova metóda. Ako flotačná kvapalina sa používa nasýtený roztok dusičnanu sodného. Čas usadzovania suspenzie je 15-30 minút. Používa sa na diagnostiku akanthocefalózy.

Zrážacie metódy. Sedimentačné metódy využívajú kvapaliny s nižšou mernou hmotnosťou ako je merná hmotnosť vajec.

Metóda sekvenčného prania. Malé množstvo výkalov (5 g) sa zmieša v pohári s 10-násobným množstvom vody. Zmes sa prefiltruje do veľkého pohára a pridá sa voda a potom sa filtrát nechá stáť 5 minút. Potom sa vrchná vrstva kvapaliny vypustí alebo odsaje injekčnou striekačkou, kým sa nevytvorí sediment; pridajte rovnaké množstvo vody do zrazeniny, premiešajte a nechajte znova 5 minút. Tieto manipulácie sa opakujú, kým sa horná vrstva kvapaliny v skle nevyčistí. Kvapalina sa naposledy vypustí a zrazenina sa nanesie na sklo alebo do bakteriologickej misky a vyšetrí sa pod mikroskopom. Táto metóda sa často používa na diagnostiku väčšiny trematód a akanthocefalózy.

Gorshkovova metóda je založená na princípe sedimentácie a následnej koncentrácie vajíčok helmintov. 150 – 300 g konského trusu sa umiestni na kovové sito alebo gázu vo veľkom sklenenom lieviku s priemerom 15 – 20 cm navrchu. spodný koniec lievika. Feces sa uvoľnia a vylejú na vrchol teplá voda. Výkaly sa udržiavajú v lieviku od 4 hodín do jedného dňa, potom sa svorka opatrne otvorí, časť kvapaliny sa uvoľní do centrifugačných skúmaviek a centrifuguje sa 3 minúty. Potom sa kvapalina vypustí a sediment sa skúma pod mikroskopom. Táto metóda sa používa na diagnostiku drageiózy a habronematózy u koní.

Kombinované metódy. Založené na princípe sedimentácie a flotácie vajíčok helmintov, preto sú efektívnejšie v porovnaní s predchádzajúcimi metódami výskumu. Vzhľadom na svoju zložitosť majú tieto metódy relatívne obmedzené použitie v priemyselných podmienkach.

Miláčik metóda. Malé množstvo fekálií (3-5 g) sa rozmieša v pohári s 20-30 ml vody, zmes sa prefiltruje do odstredivkových skúmaviek a odstredí sa 1-2 minúty, potom sa vrchná vrstva kvapaliny vypustí a do sedimentu sa pridá zmes rovnakých dielov glycerínu a kuchynskej soli. Zmes v skúmavkách sa pretrepe a druhýkrát odstredí. Vajíčka, ktoré vyplávajú na povrch, sa odstránia spolu s filmom suspenzie pomocou drôtenej slučky, vytrasú sa na podložnom sklíčku a skúmajú sa pod mikroskopom. V neprítomnosti glycerínu môžu byť výkaly zmiešané s nasýteným roztokom chloridu sodného pred sekundárnym odstredením.

Shcherbovičova metóda. Technika vyšetrenia výkalov je podobná predchádzajúcej metóde. Odlišuje sa od nej tým, že pred sekundárnou centrifugáciou sa do sedimentu pridáva nasýtený roztok hyposiričitanu sodného (pri makrakantorhynchóze ošípaných) resp. síran horečnatý(). V porovnaní s metódou Darling je táto metóda účinnejšia.

Flotačno-sedimentačná metóda Demidov odporúčané na diagnostiku fascioliázy, ako aj iných trematód prežúvavcov. Vzorka výkalov (3 g od oviec a 5 g od hovädzieho dobytka dobytka) sa vloží do pohára s objemom 200 ml, do ktorého sa po vrch naleje nasýtený roztok kuchynskej soli a dôkladne sa premieša sklenenou tyčinkou, potom sa suspenzia nechá 15-20 minút odstáť. Hrubé častice, ktoré vyplávajú na povrch, sa odstránia papierovou naberačkou a supernatant sa odsaje injekčnou striekačkou (pri skúmaní veľká kvantita vzorková kvapalina sa môže vypustiť), pričom na dne zostane 20 – 30 ml sedimentu. Do sedimentu pridajte vodu do celého objemu pohára a dôkladne premiešajte. Zmes sa prefiltruje do obyčajného pohára cez gázu alebo kovové sito a nechá sa 5 minút. Supernatant sa odsaje, na dne zostane 15-20 ml sedimentu, ktorý sa prenesie do kónického pohára, prepláchne sa v obyčajnom pohári a naleje sa do malého. Suspenzia sa nechá 3-5 minút usadiť v kónickej nádobe a následne sa odsaje kvapalina (tento postup sa opakuje). Vyčistený sediment sa prenesie na sklíčko a skúma sa pod mikroskopom. Táto metóda efektívnejšie ako metóda sekvenčné umývanie.

Helmintolarvoskopické metódy. Berman-Orlov metóda. Na vyšetrenie výkalov použite prístroj pozostávajúci zo stredného lievika (plast, polystyrén alebo sklo), gumovej trubice (10-15 cm dlhej) pripojenej na hornom konci k lieviku, svorky pripevnenej k spodnému koncu gumovej trubice , kovové sito alebo kúsok gázy a statív (pre jedno alebo viac zariadení). Namontovaný prístroj sa naplní teplou vodou (35-38°). 10-15 g čerstvých výkalov sa umiestni na sito alebo sa zabalí do gázy a opatrne sa spustí do lievika. Výkaly oviec sa uchovávajú v prístroji 2 až 4 hodiny a teliat najmenej 6 až 7 hodín. Potom sa svorka na skúmavke uvoľní a pretekajúca kvapalina sa zachytí v skúmavke a odstreďuje sa 2 až 3 minúty. Potom sa vrchná vrstva kvapaliny vypustí rýchlym prevrátením skúmavky a kvapalina zostávajúca na dne sa prenesie na podložné sklíčko a skúma sa pod mikroskopom. Použitie svoriek na gumenú hadičku v Baermannovom prístroji je spojené s nepríjemnosťou, preto sú v mnohých veterinárnych laboratóriách spodné konce gumených hadičiek priamo spojené s malými skúmavkami. Pred skúmaním sedimentu pod mikroskopom sa kvapalina neodstreďuje.

Výkaly prežúvavcov je možné vyšetrovať na pľúcne háďatká (najmä v expedičných podmienkach) pomocou zjednodušenej metódy hlístovej larvoskopie (bez použitia lievikov). Na tento účel sa používajú malé polokónické poháre (50 ml). Vzorky výkalov sa umiestnia do sitiek alebo sa zabalia do gázy a umiestnia sa do pohárov s vodou. Po niekoľkých hodinách sa výkaly odstránia, tekutina z pohára sa odsaje alebo scedí a sediment sa vyšetrí pod mikroskopom.

Vaidova metóda. Niekoľko guľôčok výkalov malých prežúvavcov sa umiestni do bakteriologickej misky alebo na hodinové sklíčko a navlhčí sa malým množstvom teplá voda. Po 10-20 minútach sa výkaly odstránia a zvyšná kvapalina sa skúma pod mikroskopom s malým zväčšením. Účinnosť tejto metódy je výrazne nižšia v porovnaní s predchádzajúcou metódou, preto sa menej často používa na diagnostiku diktyokaulózy a protostrongylidózy u oviec.

Metóda diferenciálnej diagnostiky strongylatózy na základe infekčných lariev. Pôvodcovia väčšiny črevnej strongylatózy majú takmer rovnakú štruktúru vajíčok, preto je možné pomocou helminthoovoskopie vykonať iba skupinovú diagnózu (napríklad strongylatózu).

Založiť viac presná diagnóza(generické) veterinárne laboratóriá niekedy získavajú kultúru invazívnych strongylátových lariev. Asi 5 g výkalov sa umiestni do bakteriologickej misky, uzatvorí sa vekom a umiestni sa do termostatu pri teplote 25-30 ° na jeden týždeň. Potom sa výkaly s larvami vyšetrujú metódou Berman-Orlov (na izoláciu infekčných lariev z výkalov).

Infekčné larvy rôznych rodov črevného strongylátu sa líšia veľkosťou tela, štruktúrou kaudálneho konca uzáveru a počtom črevných buniek. Napríklad larvy pažeráka sú väčšie (do 1 mm na dĺžku), niťovitý chvostový koniec uzáveru je dlhý a črevo má 20-32 buniek; Larvy Haemonch sú stredne dlhé (asi 0,8 mm), s niťovitým chvostovým koncom uzáveru, črevo má 16 buniek.

Pravidelné umývanie a usadzovanie výkalov sa opakuje, kým sa vrchná vrstva nevyčistí. Vrchná vrstva kvapaliny sa naposledy vypustí a sediment sa po malých častiach skúma v kyvetách s čiernym a bielym dnom. Zistené hlísty sa zbierajú pomocou pinzety, pitevných ihiel a kefiek, skúmajú sa pod mikroskopom a potom sa prenesú do konzervačnej kvapaliny. Na identifikáciu malých háďatiek sa sediment ďalej skúma v rezoch pomocou binokulárnej alebo statívovej lupy s 10-20-násobným zväčšením.

Kvantitatívne helminto-koprologické štúdie

Štandardizovaná Fullebornova metóda menej presná v porovnaní so Stollovou metódou, ale vzhľadom na jednoduchosť implementácie je vo veterinárnej praxi široko používaná na sledovanie účinnosti odčervenia zvierat. Z hľadiska techniky sa štandardizovaná metóda podobá iným metódam kvalitatívnych helminto-ovoskopických štúdií. Má však množstvo funkcií, z ktorých hlavné sú nasledovné: 1) množstvo výkalov musí byť rovnaké; 2) riad s rovnakým objemom; 3) čas usadzovania vodných suspenzií výkalov je rovnaký; 4) slučky rovnakého priemeru, štúdium rovnakého počtu kvapiek.

Na priblíženie intenzity invázie diktyokaulózy a progostrongylidózy u prežúvavcov možno použiť štandardizovanú metódu Berman-Orlov. Spoľahlivosť výsledkov sa zvyšuje so zvyšujúcim sa počtom a frekvenciou štúdií.

Štúdium sekrétov z iných orgánov

Vyšetrenie obsahu dutín spojoviek sa používa na diagnostiku thelaziózy u hovädzieho dobytka (patogén: Thelazia rhodesi). Pomocou injekčnej striekačky sa spojovkové dutiny zavlažujú vodným roztokom jódu; vytekajúca kvapalina sa zachytí do kyvety alebo misky v tvare obličky a skontroluje sa na prítomnosť thetelia. V tomto prípade má vodný roztok jódu tiež liečivý účinok.

Štúdia výtoku z kloaky sa vykonáva na intravitálnu diagnostiku. Unikajúci hlien sa umiestni na podložné sklíčko a skúma sa pod mikroskopom, aby sa zistili vajíčka patogénu.

Vyšetrenie škrabancov z perianálnych záhybov je hlavnou diagnostickou metódou. Pomocou špachtle alebo zápalky navlhčenej zmesou rovnakých dielov glycerínu a vody sa zoškrabuje perianálne záhyby hrádze a vnútorný povrch koreňa chvosta. Zoškrabanie sa prenesie na podložné sklíčko v kvapke glycerolu a vody, prikryje sa krycím sklíčkom a skúma sa pod mikroskopom. Detekcia oxyurových vajíčok potvrdzuje klinickú diagnózu.

Na diagnostiku kožnej formy dasheiózy a habronematózy sa odporúča vyšetrenie kožných škrabancov z „letných vredov“. Z čerstvo ulcerovaného povrchu kože sa odoberie škrabka a vloží sa do kvapky zriedenej kyseliny chlorovodíkovej (1:1000). Prípravok sa potom rozštiepi pitevnými ihlami, prikryje sa krycím sklíčkom a skúma sa pod mikroskopom na zistenie lariev drashi alebo gabronema.

Výskum tkanív

Na diagnostiku onchocerciózy sa používa vyšetrenie kože hovädzieho dobytka (podľa Gnediny). Na dne brušnej steny Po príprave operačného poľa sa zo zvieraťa vyreže malý kúsok kože s hrúbkou 2 mm (asi ako malé zrnko ovsa) a rana sa namaže jódovou tinktúrou. Vo veterinárnom laboratóriu sa tento kúsok kože umiestni na podložné sklo fyziologický roztok, rozštiepime pitevnými ihlami a potom sa všetko naleje do centrifugačnej skúmavky a umiestni sa na niekoľko hodín do termostatu pri teplote 37-38°. Potom sa odstránia kožné vlákna, kvapalina sa odstredí a sediment sa mikroskopicky podrobí detekcii mobilných mikroonchocerkov.

Vyšetrenie svalových kúskovčasto vykonávané posmrtne. Niekedy sa na intravitálnu diagnostiku trichinelózy používa metóda biopsie. Autor: chirurgická intervencia vyreže sa kúsok svaloviny (napríklad z vonkajších svalov ucha), z ktorého sa pripravia malé rezy (veľké asi ako zrnko ovsa). Tieto sa umiestnia na spodné sklo kompresora, prikryjú sa horným sklom a spoja sa skrutkami, až kým sa úplne nevyrovnajú. Rezy sa prezerajú pod trichineloskopom, mikroskopom s malým zväčšením, pomocou projekčného trichinoskopu alebo projekčnej kamery KT-3.

Diagnostické odčervenie

Na diagnostické odčervenie sa vyberie niekoľko zvierat, ktoré sa izolujú od zvyšku dobytka a podajú sa anthelmintikum v terapeutickej dávke. Výkaly vylúčené z týchto zvierat v priebehu jedného až dvoch dní sa odoberú a podrobia sa helmintoskopii na zistenie pôvodcu ochorenia. Vo výrobných podmienkach sa často vykonávajú diagnostické odčervenia na intravitálnu diagnostiku moniesiózy u prežúvavcov, drepanidotenia u husí, cestodózy u mäsožravcov, askariózy u ošípaných a askariózy u kurčiat.

Imunologické reakcie

Alergické kožné reakcie navrhnutý na intravitálnu diagnostiku fascioliázy u oviec, opisthorchiázy mäsožravcov a moniesiózy u oviec, hemonchiázy a diktyokaulózy u oviec, onchocerciázy u hovädzieho dobytka a koní a trichinelózy u ošípaných.

Zo sérologických metód treba spomenúť skolexoprecipitačnú reakciu, ktorá umožňuje diagnostikovať skoré štádia echinokokóza a precipitačná reakcia s použitím živých lariev oblých červov a trichinel na identifikáciu príslušných hlístových infekcií.

Štúdium medzihostiteľov helmintov

Výsledky helmintologického vyšetrenia zvierat by mali byť vždy doplnené údajmi zo štúdií o helmintových infekciách medzihostiteľov. Umožňujú objasniť helmintologickú situáciu a predpovedať výskyt helmintiáz. Medzihostiteľmi helmintov môžu byť mäkkýše (sladkovodné a suchozemské), kôrovce (kyklopy, dafnie, amfipody, vodné osly), dážďovky, hmyz (muchy, pakomáry, pakomáry, vážky, mravce, chrobáky), pôdne roztoče.

Hustota (kvantitatívne zloženie) má epidemiologický význam. jednotlivé druhy medzihostiteľmi. Čím je vyššia, tým je viac príležitostí pre zvieratá nakaziť sa helmintovými infekciami. Suchozemskí medzihostitelia sa nachádzajú na rôznych miestach (v haldách hnoja, na výbehoch, pasienkoch atď.). Vodní medzihostitelia v obrovské čísloŽijú pri brehoch stojacich plytkých nádrží, v húštinách rastlín. Na týchto miestach sa zvieratá (najmä) často infikujú helmintiázami.

Medzihostiteľov treba vyšetriť na prítomnosť lariev hlíst v čerstvom (najlepšie živom) stave pod binokulárnou lupou alebo mikroskopom s malým zväčšením. Larválne štádiá helmintov v tele medzihostiteľov sú pri rôzne štádiá vývoj, ale najnápadnejšie sú infekčné larvy. Výsledkom výskumu je stanovený rozsah (percento) a intenzita (množstvo) napadnutia medzihostiteľov larvami určitých druhov helmintov.

Oribatid alebo pancierové roztoče (do dĺžky 1 mm).Žijú v horných vrstvách pôdy. Ide o medzihostiteľov moniesií prežúvavcov a iných helmintov. Na detekciu lariev pásomnice (cysticerroidov) sa škrupina roztoča oribatid najprv rozdelí na kúsky v kvapke vody na podložnom sklíčku (pod kontrolou lupy), potom sa vzorka prikryje krycím sklom a mikroskopicky sa skúma . Cysticerkoidy moniesie majú okrúhly tvar (priemer 0,15-0,19 mm), vybavené štyrmi prísavkami a chvostovým príveskom. Sú veľmi jemné, preto by sa nemal používať test kompresora na roztoče.

Dážďovky iných rodov (Criodrilus, Eophila) žijú vo vodných plochách s bažinatými, bahnitými brehmi. Sú registrovaní ako medzihostitelia pôvodcov hystrichózy a porokekózy kačíc. Larva Histrichis je veľmi veľká (až 3 cm dlhá), belavej farby, viditeľná cez kožačerv vo forme vlnitého pruhu. Larvy Porrocecum sú desaťkrát menšie ako predchádzajúca larva (2,5-3 mm); nachádzajú sa v cievach pri kompresorovom vyšetrení dážďoviek pod mikroskopom.

Výskum obojživelníkov. Amphipody dosahujú dĺžku až 2 cm a žijú v morských a sladkovodných vodách. Sú registrovaní ako medzihostitelia polymorfóznych patogénov. streptokaróza a tetrameróza vtákov. Larvy sú objavené pri kompresorovom skúmaní týchto kôrovcov. Larvy (acanthellae) polymorphus sú oválneho tvaru, oranžovej farby, až 1 mm dlhé, viditeľné makroskopicky.

Výskum vodných otrepov. Vodné somáre sú dlhé 1 až 1,5 cm, žijú v sladkovodných vodách a sú medzihostiteľmi pôvodcu vtáčej filikolózy. Vyšetrenie kompresorom môže odhaliť larvu (acanthella) biely, oválny, 0,7 mm dlhý.

Môžete skúmať aj iných medzihostiteľov (potomáry, pakomáry, muchy, vážky, chrobáky, mravce).

Fluorescenčná mikroskopia

Metóda fluorescenčnej mikroskopie (podľa V. G. Evranovej) je novou metódou diagnostiky helmintiáz. Umožňuje rozlíšiť vajíčka rovnakého typu od rôznych druhov helmintov, ako aj rozlíšiť životaschopné vajíčka a larvy od mŕtvych. Predtým sa vajíčka trematód, pásomníc a nematód ošetrili roztokmi akridínovej oranžovej a iných fluorochrómov. Životaschopné vajíčka a larvy háďatiek neluminiscujú alebo slabo svetielkujú, zatiaľ čo mŕtve vajíčka jasne žiaria a sú oranžové, žltozelené alebo žlté.

Fluorescenčnou mikroskopiou je možné odlíšiť vajíčka hlavných mäsožravých pásomníc, vajíčka patogénov a heterocidózu kurčiat, ktoré, ako je známe, majú podobnú štruktúru čo do veľkosti, tvaru a farby, ako aj rozlíšiť medzi životaschopnými a mŕtve oocysty kokcídií.

Prípravky sa prezerajú pod mikroskopom MUF-3 alebo ML-2. Technika fluorescenčnej mikroskopie je relatívne jednoduchá a možno ju použiť v priemyselných podmienkach (veterinárne laboratóriá).

Z iných štúdií, ktoré majú druhoradý význam pri stanovení diagnózy helmintiázy. Môžete poukázať na také metódy, ako je stanovenie morfologického zloženia krvi (berúc do úvahy eozinofíliu) a spôsob stanovenia proteínovej frakcie.

Stručná charakteristika vajíčok helmintov

Reprezentatívne vajíčka rôzne triedy líšia sa veľkosťou, farbou, tvarom, štruktúrou škrupín a vnútorným obsahom.

Vajcia trematódy. Najčastejšie oválneho tvaru s čiapkou na jednom póle. Škrupina je hladká. U niektorých druhov je škrupina vybavená vláknami (procesmi) a tuberkulami. Farba vajec sa pohybuje od svetlošedej po hnedú (zvyčajne žltá).

Cestode vajcia. Existujú dva typy: pásomnice a pásomnice. V lenténe pripomínajú vajíčka motolice (oválne s čiapkou). Vajíčka pásomníc sa svojou štruktúrou výrazne líšia od vajíčok helmintov iných tried: sú častejšie priemerná veľkosť, okrúhly tvar, sivá, zrelý (vo vnútri embrya je onkosféra s tromi pármi embryonálnych háčikov).

Vajcia háďatka. Líšia sa od vajíčok trematód v neprítomnosti viečka; z vajíčok cestode - absencia onkosféry.

Veľkosti, tvar, štruktúra a farba škrupín vajíčok háďatka sú veľmi rôznorodé. Vonkajšia škrupina Môže byť hladká, hľuzovitá, bunková: hrúbka membrán sa mení od tenkých (v strongyláte) po hrubé (u trichocefalu). Väčšina háďatiek má oválne, symetrické vajíčka, niektoré majú polvalcové vajíčka (v škriatkach). Väčšina háďatiek uvoľňuje nezrelé vajíčka v štádiu pred segmentáciou alebo niekoľko drviacich guľôčok, menšina uvoľňuje zrelé vajíčka (vo vnútri vajíčka sa tvorí larva).

Akanthocefalové vajcia. Majú oválny, elipsoidný a vretenovitý tvar: ich veľkosť je stredná až veľká. pridelené v vonkajšie prostredie vajíčka obsahujú vo vnútri larvu - akantor s desiatimi embryonálnymi háčikmi (zrelé).

Klinické pozorovania

Epizootologické údaje

Pri diagnostikovaní mnohých helmintiáz hospodárskych zvierat poskytujú významnú pomoc epidemiologické údaje (nepriaznivé podmienky farmy pre špecifické choroby, ročné obdobie, vek chorých zvierat, charakter pastvín a vodných zdrojov, meteorologické podmienky atď.). Napríklad hromadné ochorenie so znakmi brušná vodnateľnosť a úhyn oviec na jeseň po daždivom lete a využívanie močaristých oblastí pasienkov na pastvu dáva dôvod na podozrenie na akútnu formu fascioliázy. Ochorenie letných húsat s príznakmi porúch trávenia (hnačka) a nervového systému (paréza) po ich vypasení na plytkej stojatej vodnej ploche, hojne osídlenej Kyklopom, je základom pre stanovenie predpokladanej diagnózy drepanidotenia. Jarný úhyn jahniat (3-4 týždne po začatí pastvy) by mal vyvolať podozrenie na ochorenie mladých oviec monieziózou. Je tiež potrebné vziať do úvahy zonálne charakteristiky helmintiáz u domácich zvierat, najlepšie v kombinácii s klinickými pozorovaniami.